mechanizmy toksyczności ołowiu

Transkrypt

POSTĘPY BIOLOGII KOMÓRKI
TOM 39 2012 NR 2 (217–248)
MECHANIZMY TOKSYCZNOŚCI OŁOWIU*
MECHANISMS OF LEAD TOXICITY
Małgorzata GIEL-PIETRASZUK1, Karolina HYBZA1, Magdalena
CHEŁCHOWSKA2, Jan BARCISZEWSKI1
1
Instytut Chemii Bioorganicznej, Polska Akademia Nauk, Poznań
2
Instytut Matki i Dziecka, Warszawa
Streszczenie: Ołów jest najpowszechniej występującym w przyrodzie metalem ciężkim i jednym
z nielicznych, które spotykane są w czystej postaci. Z uwagi na swoje właściwości wykorzystywany
był już przez najstarsze cywilizacje, wcześnie też doświadczono jego toksyczności. W niniejszej
pracy przedstawiamy wpływ ołowiu na ludzki organizm oraz oddziaływania tego metalu
z makrocząsteczkami (białkami i kwasami nukleinowymi) oraz strukturami komórkowymi.
Dyskutujemy również mechanizmy toksyczności tego pierwiastka na poziomie molekularnym.
Słowa kluczowe: ołów, kompleksy Pb-białko, hydroliza RNA, leadzym
Abstract: Lead is the most common naturally occurring heavy metal and one of the few that are found
in a pure form. Because of its chemical properties it has already been used by the oldest civilizations,
early people experienced its toxic properties. In this paper, we present the influence of lead on the
human body and its interaction with macromolecules (proteins and nucleic acids) and cellular
structures. We discuss as well the mechanism of its toxicity at the molecular level.
Key words: lead, Pb-protein complexes, RNA hydrolysis, leadzyme
WSTĘP
Ołów znany jest ludzkości już od tysięcy lat. Najstarsze odnalezione
przedmioty ołowiane datuje się na 7 500 lat p.n.e. Około roku 370 p.n.e.
Hipokrates powiązał objawy somatyczne u ludzi z ołowiem i nazwał je „kolką
ołowiczą”. Pierwszy opis skutków zatrucia tym metalem zawdzięczamy jednak
dopiero żyjącemu w II wieku p.n.e. greckiemu lekarzowi Nikanderowi [124].
Mimo to, ołów nadal był stosowany m.in. w systemie rurociągów starożytnego
Rzymu [91]. Używano go również do wyrobu pojemników na napoje oraz do
konserwacji wina [84]. Ostateczny zakaz stosowania ołowiu w Europie (pod karą
*Artykuł powstał w trakcie realizacji grantu NN 404131536 finansowanego przez
Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyższego
218
M. GIEL-PIETRASZUK, K. HYBZA, M. CHEŁCHOWSKA, J. BARCISZEWSKI
śmierci) wprowadzono dopiero w XVI wieku. Obecnie octan ołowiu występuje
jedynie w niektórych farbach do włosów [137].
Ołów, po miedzi i aluminium, jest obecnie najpowszechniej wykorzystywanym
metalem nieżelaznym na świecie. Stosuje się go w produkcji ołowiowokwasowych akumulatorów samochodowych, w osłonach chroniących przed
promieniowaniem jonizującym, do produkcji amunicji oraz ciężarków
wędkarskich, pojemników na odczynniki chemiczne, stopów metali używanych
w lutownictwie i spawalnictwie izolacji przewodów elektrycznych. Jest również
składnikiem niektórych farb. Do niedawna, największym zagrożeniem
toksykologicznym był ołów pochodzący z dodawanego do benzyny
tetraetyloołowiu
oraz
tetrametyloołowiu,
obecnie
zakazanych
[76].
W indywidualnych przypadkach zagrożenie mogą stanowić ludowe specyfiki
i środki lecznicze, jak np. chińskie zioła zawierające stosunkowo duże ilości
ołowiu [110]. Skrajnie niebezpieczne są meksykańskie środki podawane czasem
przy zaburzeniach żołądkowo-jelitowych, znane pod różnymi nazwami (Greta,
Azarcon, Alarcon, Coral, Rueda, Liga, Maria Luisa), zawierające od 70% do
ponad 90% ołowiu [17].
TOKSYKOLOGIA OŁOWIU
Toksykokinetyka
Ołów w połączeniach nieorganicznych najbardziej efektywne przenika do
organizmu przez układ oddechowy. Cząstki o średnicy do 1μm mogą docierać do
pęcherzyków płucnych, skąd są wchłaniane w ok. 95%. Większe cząstki
osadzające się na odcinku nosowo-gardłowym, tchawicy i oskrzelach, wchłaniane
są głównie w układzie pokarmowym dokąd trafiają wskutek odkrztuszania
i połykania wydzieliny. Natomiast ołów w połączeniach organicznych wchłaniana
się łatwo zarówno przez układ oddechowy i pokarmowy jak i skórę. Tetraetyloi tetrametyloołów przenikają do krwi odpowiednio w około 92,5% i 80%, skąd
w ciągu godziny trafiają do różnych tkanek – około 50% zlokalizowano
w wątrobie, 5% w nerkach, reszta rozproszona była po całym organizmie [1, 91,
92].
Czynniki wpływające na efektywność wchłaniania ołowiu zostały dobrze
udokumentowane, natomiast mechanizm tego procesu nie jest znany. Jak dotąd
istnieje kilka hipotez, których słuszność nie została jeszcze zweryfikowana.
Nieliniowa zależność pomiędzy przyjętą dawką a stężeniem ołowiu we krwi,
potwierdza hipotezę o przenikaniu ołowiu z krwi do kości i innych tkanek.
Absorpcja ołowiu przez komórki nie jest proporcjonalna do dawki, co nasuwa
przypuszczenie, że jego wchłanianie odbywa się za pośrednictwem kanałów lub
MECHANIZMY TOKSYCZNOŚCI OŁOWIU
219
transporterów jonowych, podobnie jak to ma miejsce w przypadku innych
istotnych dla organizmu jonów [1].
Ołów przenika również przez skórę, w szczególności jego tetraalkilowe
związki [84, 92]. Octan ołowiu przenika tą drogą w około 0.3% w ciągu 12 h, nie
stwierdzono natomiast obecności Pb2+ w organizmie po ekspozycji skóry na
węglan i tlenek ołowiu. Część która nie została wchłonięta, może gromadzić się
w naskórku [46, 80].
TABELA 1. Stopnie zatrucia ołowiem i towarzyszące im objawy u dzieci i dorosłych [46]
TABLE 1. The degrees of lead poisoning and associated symptoms in children and adults [46]
Objawy
u dzieci
u dorosłych
obniżenie IQ, zdolności uczenia
się i zapamiętywania, zaburzenia
wzrostu, rozwoju, koordynacji
asymptomatymożliwość przenikania ołowiu przez
<10
ruchowej, słuchu, mowy
czne
łożysko do krwiobiegu płodu
i umiejętności werbalnych,
objawy nadaktywności lub
ADHD
wzrost stężenia erytrocytarnej
protoporfiryny, spowolnienie
przewodnictwa nerwowego
i metabolizmu witaminy D,
wzrost stężenia protoporfiryny
10 – 40 upośledzenie syntezy
erytrocytarnej, podwyższone
łagodne
hemoglobiny, sporadyczny
ciśnienie krwi, spowolnienie
dyskomfort jelitowy, bóle mięśni, przewodnictwa nerwowego
parestezja (czucie opaczne),
drażliwość, zmęczenie,
osowiałość
trudności z koncentracją, drżenie, senność, zmęczenie, wahania
zmęczenie, słabość mięśniowa,
nastroju, ograniczenie zdolności
umiarkowane 40 - 70 bóle głowy, stawów i brzucha,
umysłowych, zaburzenia płodności,
wymioty, zaparcia, utrata masy
chroniczne nadciśnienie,
ciała
upośledzenie syntezy hemoglobiny
Poziom
zatrucia
BLL
(μg/dl)
poważne
kolka (silne skurcze mięśniówki
jelit), rąbek ołowiczy (ciemne
70 - 100 zabarwienie zębów lub/i dziąseł),
anemia, nefropatia, encefalopatia,
paraliż
ostre
> 100
metaliczny posmak w ustach,
zaparcia, bóle głowy, brzucha,
mięśni i stawów, bezsenność,
utraty pamięci, obniżony popęd
płciowy, nefropatia
drgawki
encefalopatia, anemia
śmierć (zwykle poniżej 150μg/dl) śmierć (>150μg/dl)
Dystrybucja
Głównym parametrem określającym stopień zatrucia organizmu ołowiem jest
jego poziom we krwi (BLL, ang. blood lead level). Towarzyszą mu zwykle
220
określone objawy kliniczne, różne u dzieci i dorosłych (tab. 1). Obecnie przyjęto,
ze górna granica BLL wynosi 10μg/Dl [1]. Na podstawie wartości BLL trudno
wyznaczyć całkowitą ilość ołowiu w organizmie gdyż większa jego część jest
zmagazynowana w kościach [74]. Około 99% ołowiu obecnego we krwi znajduje
się w erytrocytach, w większości w postaci związanej z białkami, głównie
dehydratazą kwasu delta-lewulinowego (ALAD) oraz z błoną komórkową [41,
51].
W rozważaniach nad mechanizmem transportu ołowiu przez błonę czerwonych
krwinek bierze się po uwagę możliwość wymiany jonowej, zarówno zależnej jak
i niezależnej od HCO3-, a także wnikania przez kanały wapniowe. Natomiast
usuwanie ołowiu z erytrocytów odbywa się za pomocą pompy wapniowomagnezowej [111, 112]. Ołów znajdujący się poza krwinkami w 40 - 75%
związany jest z białkami osocza, głównie albuminą, a także z gamma-globulinami
i metaloproteinami. Pozostała pula wiąże się z niskocząsteczkowymi związkami,
zawierającymi grupy sulfhydrylowe, np. cysteiną oraz kwasami karboksylowymi
[1, 111]. W osoczu w stanie wolnym znajduje się ok. 0,01% Pb2+ z całej puli
ołowiu (10-12M) (tab. 2). Średni okres półtrwania we krwi kationów Pb2+
niezwiązanych z białkami wynosi 25 – 40 dni [41]. Wraz z krwią ołów dociera do
wszystkich części organizmu, może również przenikać przez barierę krew-mózg
i łożysko, co powoduje, że kumuluje się niemal w każdej tkance [91].
TABELA 2. Zawartość ołowiu w poszczególnych frakcjach krwi [42]
TABLE 2. The lead content in various fractions of blood [42]
Krew
erytrocyty
białka osocza
niskocząsteczkowe ligandy w osoczu
ołów w stanie wolnym
Pozostałe narządy
wątroba
nerki: (kora-rdzeń)
jajniki trzustka
śledziona
prostata i nadnercza
mózg i tkanka tłuszczowa
jądra
serce
mięśnie szkieletowe
Zawartość [%]
99
0,4 – 0,75
0,25 – 0,6
0,0001
Zawartość [g/g]
1
0,8-0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,08
0,07
0,05
Głównym rezerwuarem ołowiu w organizmie są kości, zawierają one średnio
90 - 94% całkowitej ilości tego pierwiastka u dorosłych oraz około 70 – 73%
u dzieci. Ołów zlokalizowany jest głównie w rejonach ich intensywnej
221
mineralizacji, gdzie współzawodniczy z wapniem. Może także wypierać wapń
z ich podstawowego budulca – hydroksyapatytu. Proces wbudowywania tego
pierwiastka do kości częściowo chroni tkanki miękkie przed jego bezpośrednim
działaniem [74]. Poziom ołowiu we krwi pozostaje w równowadze z jego
stężeniem w kościach i tkankach miękkich. BLL może się utrzymywać na
stosunkowo wysokim poziomie nawet wiele lat po ekspozycji z uwagi na powolny
proces uwalniania ołowiu z kości [1]. Poza układem kostnym, ołów kumuluje się
w wątrobie (1μg/g), nerkach (0,8μg/g w korze i 0,5μg/g w rdzeniu) a następnie
w jajnikach i trzustce (0,4μg/g), śledzionie (0,3μg/g), prostacie i nadnerczach
(0,2μg/g), mózgu i tkance tłuszczowej (0,1μg/g), jądrach (0,08μg/g), sercu
(0,07μg/g) oraz w mięśniach szkieletowych (0,05μg/g). Po wprowadzeniu
restrykcyjnych norm prawnych regulujących zastosowanie ołowiu, zaobserwowano
zdecydowane obniżenie jego poziomu w organizmach ludzi [1].
Wzrost BLL obserwowany w okresie ciąży jest prawdopodobnie skutkiem
mobilizacji tego pierwiastka z kości matki spowodowanej wzrostem
zapotrzebowania na wapń u rozwijającego się płodu. Szacuje się, że ok. 80%
ołowiu obecnego we krwi płodu pochodzi z rezerw zmagazynowanych w kościach
matki. Nawet śladowe ilości tego pierwiastka mogą prowadzić do zaburzeń
kognitywnych w pierwszych latach życia dziecka. Wysoki BLL podczas ciąży
prowadzi do poronień i patologii, przy niższych stężeniach dochodzi do
przedwczesnych porodów [74].
Metabolizm i wydalanie
Ołów nieorganiczny, tworzący kompleksy z ligandami białkowymi
i niebiałkowymi, nie podlega przekształceniom w organizmie, natomiast jego
tetraalkilowe związki ulegają w wątrobie dealkilacji katalizowanej przez
monooksygenazy [1].
Ołów nieorganiczny usuwany jest z organizmu w ten sam sposób, niezależnie
od drogi przenikania. Mniej więcej ⅔ wydalane jest z moczem, a ⅓ wydzielana jest
z żółcią do jelita i dalej wydalana z kałem. Małe ilości, nieistotne fizjologicznie dla
organizmu, wydzielane są wraz z potem, mlekiem, śliną, a także kumulują się we
włosach i paznokciach (ryc. 1). Pochodne di- i monoalkilowe, powstałe w wyniku
dealkilacji tetraalkilowych związków ołowiu oraz ołów nieorganiczny wydalane są
głównie z moczem [1].
Ołów, który przeniknął do organizmu drogą oddechową wydychany jest wraz
z powietrzem lub przemieszczany z wydzieliną do przewodu pokarmowego, skąd
niewchłonięte w jelitach drobinki wydalane są wraz z kałem. Ten skumulowany
w naskórku usuwany jest z organizmu podczas naturalnego procesu jego
złuszczania [1].
222
Toksykodynamika ołowiu
Kumulacja ołowiu w organizmie prowadzi do zaburzenia aktywności wielu
enzymów oraz funkcji białek strukturalnych [91]. Najlepiej udokumentowany
został wpływ Pb2+ na enzymy łańcucha oddechowego, szlaku glikolizy oraz
syntezy hemu, którego efektem są zaburzenia przemian metabolicznych komórki
takich jak: regulacja procesów energetycznych, synteza białek oraz kwasów
nukleinowych [91].
RYCINA 1. Schemat ilustrujący wchłanianie, dystrybucję i wydalanie ołowiu z organizmu;
pogrubione strzałki – drogi wchłaniania; cienkie strzałki – drogi wydalania; przerywane strzałki –
przemieszczanie wewnątrz organizmu; główne lokalizacje ołowiu w organizmie (krew, kości, tkanki
miękkie) [1]
FIGURE 1. Diagram illustrating the absorption, distribution and excretion of lead from the body; bold
arrows  the way of absorption, thin arrows  elimination pathway; dashed arrows  movement inside
the body; the main location of the lead in the body (blood, bone, soft tissue) [1]
223
Konsekwencją zatrucia ołowiem jest również stres oksydacyjny [106]. Jedną
z przyczyn zwiększonej produkcji reaktywnych form tlenu (RFT) jest deaktywacja
białek odpowiedzialnych za neutralizację wolnych rodników (takich jak:
peroksydaza, reduktaza i transferaza glutationu, dysmutaza ponadtlenkowa czy
katalaza), spowodowana związaniem przez nie kationu Pb2+. Naturalne
mechanizmy obronne organizmu są wystarczająco skuteczne aby zneutralizować
RFT powstające w wyniku normalnego metabolizmu komórkowego. W przypadku
zatrucia metalami ciężkimi, wskutek inaktywacji enzymów a szczególnie przy
niewystarczającym poziomie przeciwutleniaczy (glutation, witaminy C i E),
następuje gwałtowny wzrost stężenia RFT [1, 106].
Inhibicja kanałów, pomp, kotransporterów oraz wymieniaczy jonowych
zarówno przez Pb2+ jak i RFT powoduje zaburzenie homeostazy wapnia
w komórkach. Bezpośrednią konsekwencją wzrostu jego stężenia w cytoplazmie
jest uszkodzenie struktury cytoszkieletu i pęcherzyków transportowych. Aktywacja
proteaz zależnych od wapnia powoduje dezintegrację mikrotubul oraz degradację
mikrofilamentów aktynowych. Uwolnione jony wapnia mogą aktywować również
inne enzymy kataboliczne, jak fosfolipazy czy endonukleazy [106].
Mechanizmy ochronne
Po wniknięciu do komórki jony Pb2+ współzawodniczą o miejsce wiązania
z kationami innych metali, w tym z Zn2+ związanym z metalotioneinami (Zn-MT).
Wysokie stężenie jonów metali ciężkich w komórce powoduje jej apoptozę bądź
nekrozę. Niższe natomiast, może wywołać kaskadę innych procesów, które
pozwalają komórce na przetrwanie [106]:
 Uwolniony Zn2+ hamuje przejściowo aktywność enzymów metabolicznych,
ochrania białka zależne od cynku oraz wolne grupy –SH przed utlenieniem, może
również hamować aktywność kaspazy 3 oraz endonukleazy zależnej od wapnia,
biorących udział w procesie apoptozy [95].
 Inhibicja pompy wodorowej i sodowej przez jony ołowiu powoduje
zahamowanie procesu usuwania protonów z komórki, co prowadzi do obniżenia
pH, a to z kolei powoduje ograniczenie przepuszczalności błon mitochondrium
i inhibicję enzymów uczestniczących w apoptozie [17, 56].
 W warunkach stresu wywołanego przez ołów, wzrasta aktywność białka Bcl-2,
które hamuje proces uwalniania cytochromu c z mitochondriów, co jest warunkiem
prawidłowego przebiegu wewnętrznego szlaku apoptozy [56, 88].
 Długotrwały stres wywołany przez ołów i wolne rodniki powoduje aktywację
syntezy glutationu, SOD a także metalotioneiny (MT), wiążącej kationy metali
oraz działającej jak „zmiatacz” RFT, oraz indukcję ekspresji wielu białek
ochronnych, np. białka szoku cieplnego p38 [18, 93].
224
Cytotoksyczność
Hematotoksyczne działanie ołowiu związane jest z hamowaniem syntezy
hemu, prowadzącym do anemii [41]. Ołów hamuje aktywność dehydratazy kwasu
δ-aminolewulinowego (ALAD) oraz ferrochelatazy katalizującej włączanie jonu
żelaza do pierścienia protoporfirynowego [11, 16, 129]. Obniżenie ich aktywności
prowadzi do nagromadzenia kwasu δ-aminolewulinowego (ALA) i protoporfiryny
erytrocytarnej (EP) we krwi oraz wzrostu poziomu porfiryn w kale i moczu.
Wzrost poziomu ALA następuje nie tylko z powodu spowolnienia jego
dehydratacji przez ALAD, lecz także w wyniku zwiększenia aktywności syntazy
ALA (ALAS), hamowanej przez ostateczny produkt szlaku – hem, który
w przypadku zatrucia ołowiem powstaje w ilościach mniejszych niż fizjologiczne
[11]. Akumulacja ALA w erytrocytach indukuje produkcję wolnych rodników
tlenowych, które powodują jego utlenienie do kwasu 4,5 dioksowalerianowego
(DOVA). DOVA jest czynnikiem alkilującym guaninę, zarówno w postaci
nukleozydu jak i w kwasach nukleinowych [93]
Ołów hamuje również pompę sodowo-potasową, przez co wpływa na
równowagę jonową i polaryzację błony erytrocytów (RBC) [91] oraz aktywność
pirymidyno-5'-nukleotydazy wskutek czego dochodzi do nagromadzenia
nukleotydów w erytrocytach [1]. Ponadto stwierdzono, że zatrucie ołowiem
powoduje obniżenie stężenia ATP i ADP w erytrocytach [6, 7]. Powodem tego
może być inhibicja fosforybozylotransferazy adeniny [4].
Hepatotoksyczność ołowiu spowodowana jest inhibicją i aktywacją enzymów
kolejno I i II fazy.
Enzymy I fazy to przede wszystkim monooksygenazy z grupy cytochromu
P-450 (CYP450), katalizujące reakcje hydroksylacji. Zawierają one hem jako
grupę prostetyczną, zaburzenie jego syntezy jest przyczyną inhibicji tych enzymów
[69, 81]. Wśród przebadanych związków ołowiu, zarówno organicznych jak
i nieorganicznych, stwierdzono pewną specyficzność oddziaływań, np. azotan
ołowiu hamuje izoformę P4501A2 [68, 78]. Związek ten hamuje także transkrypcję
genów CYP4501A i CYP1A2, aktywując jednocześnie syntezę czynnika nekrozy
nowotworu alfa (α-TNF) [27, 28, 110, 121].
Aktywność enzymów II fazy (np. transferaza S-glutationowa P (GST-P) ulega
aktywacji. W normalnych warunkach poziom GST-P w wątrobie szczura jest
niewykrywalny, ale po potraktowaniu komórek octanem lub azotanem ołowiu jego
ekspresja znacznie wzrasta. Związki te działają zarówno na etapie transkrypcji jak
i post-transkrypcyjnie oraz post-translacyjnie. Jednak przy dużym stężeniu ołowiu
ekspresja niektórych enzymów II fazy (na przykład reduktazy i peroksydazy
glutationowej) ulega zahamowaniu [86]. Ołów wywołuje również
hipercholesterolemię wątrobową indukując wzrost aktywności enzymów, takich
jak reduktaza 3-hydroksy-3-metyloglutarylo-CoA (HMG-CoA), syntaza
225
pirofosforanu farnezylu (FPPS), syntaza skwalenu (SQS) i cytochromu P450
(CYP51), katalizujących syntezę cholesterolu [58].
Nefrotoksyczność ołowiu objawia się zaburzeniami w funkcjonowaniu nerek,
może również prowadzić do fizycznych zmian w ich strukturze. Chroniczne
zatrucie ołowiem prowadzi do rozwoju zespołu Fanconiego. Charakteryzuje się on
spadkiem szybkości przesączania kłębuszkowego (GFR), zwiększeniem szybkości
przepływu moczu oraz zaburzeniem kontroli transportu jonów i substancji
organicznych, co prowadzi do nadmiernej utraty niezbędnych jonów, białkomoczu,
enzymurii, aminoacidurii i cukromoczu. Jony ołowiu blokują także skutecznie
resorpcję siarczanów, przyczyniając się do ich zwiększonego wydalania [78].
Nefrotoksyczność objawiająca się wyraźnym spadkiem GFR obserwowana jest już
przy BLL nie przekraczającym 10 μg/dL (wg niektórych badań nawet poniżej 6
μg/dL) [68]. Zmiany i uszkodzenia struktury nefronu i nerek obejmują głównie
stwardnienie kłębuszków nerkowych, nefropatię i nekrozę kanalika
proksymalnego, zwłóknienie śródmiąższowe i powstawanie ciałek inkluzyjnych.
Zmiany nekrotyczne następują najczęściej w wyniku uszkodzeń spowodowanych
stresem oksydacyjnym [43].
Neurotoksyczne działanie ołowiu objawia się zaburzeniami procesu
formowania prawidłowych połączeń synaptycznych, migracji neuronów oraz ich
interakcji z glejem. Utworzenie nieprawidłowych struktur na tym poziomie może
spowodować trwałe zmiany funkcjonalne. U dzieci nie istnieje zatem dolna granica
stężenia ołowiu we krwi, poniżej której nie występują negatywne skutki jego
oddziaływania [1]. Przy BLL poniżej 10 μg/dL nie obserwuje się zwykle żadnych
charakterystycznych objawów neuropatii, jednak w grupach pacjentów narażonych
na kontakt z ołowiem zaobserwowano mniej lub bardziej nasilone zaburzenia
poznawcze i neurobehawioralne. Przy BLL w granicach 70-100 μg/dl występują
drgawki, utrata przytomności, śpiączka a nawet śmierć. Skutki zatrucia u osób
dorosłych, z uwagi na ukształtowany układ nerwowy, są mniej wyraźne (tab. 1)
[38, 123].
Mechanizm przenikania ołowiu przez barierę krew-mózg nie został w pełni
wyjaśniony, uważa się, że w transporcie biorą udział zarówno kanały bramkowane
napięciem (VDCC – ang. voltage-dependent calcium channel) jak i napięciowo –
niezależne kanały typu CRAC (ang. Ca2+ release-activated Ca2+), możliwy jest
również transport pasywny [71]. Po przekroczeniu bariery krew-mózg, ołów
kumuluje się w pierwszej kolejności w komórkach astrogleju (tkanka otaczająca
włókna nerwowe), w którym stwierdzono jego 14-krotnie wyższe stężenie niż
w neuronach. W zależności od stopnia dojrzałości astrocytów może to stanowić
ochronę albo rezerwuar, z którego kationy są uwalnianie do neuronów.
W astrocytach poddanych przedłużonej ekspozycji na ołów obserwuje się
nieprawidłowości morfologiczne bez cech obrzęku czy lokalnego stanu zapalnego
[108]. Badanie tkanki mózgu szczurów poddanych działaniu ołowiu za pomocą
mikroskopii elektronowej, wykazało nieprawidłową akumulację mitochondriów,
226
aparatów Golgiego, rozrost retikulum endoplazmatycznego oraz podwyższony
poziom gliofilamentów w cytoplazmie. Wzrost poziomu tych ostatnich wiąże się
ze wzrostem syntezy ich głównego składnika GFAP obserwowanego zwłaszcza
w hipokampie i korze przedmózgowej, ale nie w móżdżku. Selektywne
występowanie gliozy (proliferacji astrocytów) przypisuje się różnej wrażliwości
poszczególnych struktur mózgu na Pb2+ albo lokalnym różnicom w procesach
biochemicznych. Aktywacja astrocytów prawdopodobnie nie jest skutkiem
pierwotnym wywołanym przez wpływ Pb2+ ale wtórnym, wynikającym
z uszkodzenia neuronów [117-120].
Akumulacja ołowiu upośledza funkcje poznawcze poprzez bezpośredni wpływ
na procesy przekazywania sygnałów w systemach glutaminergicznym,
cholinergicznym i dopaminergicznym w mózgu [71]. Wpływ na procesy uczenia
się i zapamiętywania związany jest z zaburzeniem wspomnianego już wcześniej
długotrwałego pobudzenia (LTP). Jest to zjawisko plastyczności synaptycznej,
oparte o system glutaminergiczny, polegające na wzmocnieniu połączeń
synaptycznych pomiędzy neuronami, które są jednocześnie stymulowane bodźcem
o określonym wzorze impulsów. Wzmocnienie to usprawnia przekazywanie
sygnałów między neuronami i ma zdolność utrzymywania się przez długi czas.
Osłabienie LTP następuje na skutek podwyższenia progu wrażliwości na bodziec,
zmniejszenia intensywności pobudzenia oraz skrócenia czasu jego trwania [71].
Powodem tego zjawiska jest selektywna blokada jonotropowego receptora
glutaminanowego
NMDA
(N-metylo-D-asparaginianowy)
na
skutek
niekompetycyjnego wiązania Pb2+ w miejscu wiązania Zn2+ [3, 39, 47, 140].
Wpływ Pb2+ na wydzielanie glutaminianu i GABA do szczeliny synaptycznej oraz
transmisję glutaminergiczną i GABAergiczną w neuronach zależy od jego stężenia.
W obecności 10 nM Pb2+ następuje zależna od potencjału inhibicja, podczas gdy
przy stężeniu 100 nM ma miejsce niezależna od potencjału aktywacja wydzielania
tych przekaźników [13].
Na skutek wiązania ołowiu do białek wiążących Ca2+, następuje aktywacja
fosforylacji katalizowanej przez fosfodiesterazę zależną od kalmoduliny, co jest
sygnałem do zwiększenia ilości pęcherzyków presynaptycznych [35]. Ołów może
jednak powodować również zmniejszenie ilości pęcherzyków poprzez hamowanie
ekspresji białek synaptofizyny (Syn) i synaptobrewiny (Syb), biorących udział
w procesie ich uwalniania [82, 83]. W wyniku podstawienia wapnia ołowiem
w synaptotagminie I (Syt) zaburzeniu może ulec fuzja pęcherzyków z błoną
presynaptyczną, za którą białko to jest odpowiedzialne [12]. Neurotransmisja może
również zostać zaburzona na skutek zablokowania przez Pb2+ kanałów
wapniowych [13].
Zaburzenie homeostazy wapnia w komórce prowadzi do zmiany aktywności
kinazy białkowej C (PKC, ang. protein kinase C), zaangażowanej m.in. w procesy
syntezy neuroprzekaźników, regulację przepuszczalności kanałów jonowych
i rozgałęzianie dendrytów a na poziomie funkcjonalnym w zjawisku długotrwałego
227
wzmocnienia synaptycznego, zapamiętywania i orientacji przestrzennej. Już
pikomolowe stężenie Pb2+ aktywuje PKC, co może prowadzić do zaburzenia wyżej
wspomnianych mechanizmów. Enzym ten pośredniczy również w formowaniu
kompleksu transkrypcyjnego AP-1 (ang. activator protein 1), kontrolującego
ekspresję genów funkcjonujących pod promotorami zawierającymi rozpoznawany
przezeń element. Jeden z takich genów kodujących kwaśne białko włókienkowe
(GFAP; ang. glial fibrillary acidic protein), eksprymowane w gleju, uczestniczy
w procesie formowania bariery krew-mózg (BKM) przez astrocyty oraz komórki
śródbłonka w rozwijającym się mózgu. Uważa się, że nieprawidłowa aktywacja
PKC prowadzi do zakłócenia tego procesu. W przypadku dużych dawek ołowiu
może prowadzić do poważnych uszkodzeń w obrębie BKM, czyniąc ją
przepuszczalną dla jonów, białek i wody. Skutkuje to zwykle obrzękiem mózgu
i ułatwieniem dostępu dla toksycznych substancji (w tym także ołowiu) normalnie
zatrzymywanych przez barierę. W komórkach astrogleju u płodów i noworodków
nie występują białka o silnym powinowactwie do kationów ołowiu, mogące
częściowo ograniczyć jego toksyczny wpływ na mózg, stąd też szczególna
podatność tej grupy na uszkodzenia spowodowane jego działaniem [139].
Zakłócanie powstawania i plastyczności synapsy przez Pb2+, szczególnie na
etapie rozwoju mózgu, związane jest z inhibicją receptora NR2A-NMDA
i aktywacją NR2B-NMDA oraz zablokowaniem napływu Ca2+ do komórki
postsynaptycznej. W prawidłowej komórce NR2A-NMDA jest sprzężony
z czynnikiem transkrypcyjnym CREB (ang. cAMP response element-binding)
aktywującym syntezę białka BDNF (ang. brain-derived neurotrophic factor),
będącego przekaźnikiem zwrotnym aktywującym receptor TrkB (ang.
tropomyosin-related kinase receptor). Aktywacja TrkB w błonie presynaptycznej
powoduje wzrost liczby pęcherzyków glutaminianowych i wzmocnienie sygnału.
Aktywacja NR2B-NMDA powoduje wyłączenie szlaku aktywacji CREB
i inhibicję syntezy BDNF [82]. Skutkiem wzrostu stężenia glutaminianu
w synapsie jest nadmierne podrażnienie receptorów glutaminianowych,
powodujące stres oksydacyjny i ekspresję genów proaptotycznych
a w konsekwencji śmierć komórek. Procesowi temu zapobiega wychwyt glutaminy
przez astrocyty.
Ołów może hamować również wydzielanie dopaminy, co prowadzi do
nadwrażliwości receptorów D1 i D2 w błonie postsynaptycznej [117, 133].
W systemie cholinergicznym ołów, hamując przekaźnictwo w synapsach,
ogranicza wydzielanie acetylocholiny wywołane potencjałem czynnościowym.
Dzieje się tak, na skutek blokady kanałów wapniowych przez jony Pb2+. Z drugiej
strony, ołów wywołuje uwalnianie Ca2+ z kompartmentów komórkowych do
cytoplazmy, powodując spontaniczne, niekontrolowane wyrzuty neuroprzekaźnika
do szczeliny synaptycznej. Ołów ma również ujemny wpływ na przekaźnictwo
zależne od receptorów nikotynowych, nie wiadomo jednak, czy dzieje się tak
228
z powodu bezpośredniego blokowania receptora, czy też w wyniku hamowania
jego ekspresji [13, 77].
Badając wpływ ołowiu na układ hormonalny większość badaczy koncentruje
się na zagadnieniach związanych z rozrodczością [5, 11, 109, 113]. U mężczyzn
zawodowo narażonych na działanie ołowiu stwierdza się obniżenie masy jąder,
najądrzy, prostaty i pęcherzyków nasiennych, zwłóknienie okołokanalikowe,
wakuolizację komórek Sertoliego oraz oligozoospermię [72, 75, 114]. Natomiast
u kobiet, u których stwierdzono BLL > 2.5g/dl znacząco wzrasta ryzyko
bezpłodności [22]. Ołów łatwo przenika przez łożysko i akumuluje się
w organizmie płodu [45]. Przez długi czas uważano, że powodem niepłodności są
morfologiczne zmiany w poszczególnych elementach układu rozrodczego, obecnie
uważa się, że podstawową przyczyną jest rozregulowanie mechanizmu
wydzielania hormonów osi podwzgórze – przysadka – gonady. Obserwuje się
bowiem obniżony poziom testosteronu u mężczyzn i estradiolu u kobiet oraz
podwyższony poziom globuliny wiążącej hormony płciowe (SGBH; ang. sex
hormone binding globulin) [102, 103]. Dysfunkcji jąder towarzyszy kompensujący
wzrost poziomu FSH (folikulotropina) i LH (lutropina), obniżający się jednak wraz
z wydłużeniem czasu ekspozycji na ołów.
Coraz więcej danych pokazuje również ujemny wpływ Pb2+ na wydzielanie
hormonów wzrostu, stresu oraz tarczycy [141].
Zaburzenie funkcji układu dopaminergicznego przez Pb2+ ma swoje
konsekwencje w podwyższeniu wydzielaniu prolaktyny [32]. Ponadto w wielu
pracach wskazuje się na zaburzenia w wydzielaniu hormonu wzrostu oraz IGF-1,
wynikające z obniżenia syntezy bądź uwalniania GHRH (hormon uwalniający
gonadotropinę) albo osłabienia odpowiedzi somatotropowej [52].
Ołów wpływa także na poziom hormonów osi podwzgórze – przysadka –
nadnercza (PPN) oraz współczulny układ nerwowy. Największe różnice występują
w budowie warstwy pasmowatej nadnerczy [32]. Przy podwyższonym BLL
obserwuje się obniżony poziom kortykosteronu, któremu towarzyszą zmiany we
wzorze neurotransmiterów w korze czołowej, jądrze półleżącym, prążkowiu
i podwzgórzu, zmiany we wzorze a także wiązaniu do receptora [127]. Ekspozycja
szczurów na ołów w okresie życia płodowego powoduje trwałą zmianę
w funkcjonowaniu osi PPN efektem której jest podwyższenie podstawowego
stężenia kortykosteronu oraz obniżenia jego wydzielania w odpowiedzi na stres
[126]. Ponadto u rozwijających się szczurów płci męskiej zaobserwowano
podwyższenie stężenia katecholamin we krwi i obniżony poziom noradrenaliny
w podwzgórzu i prążkowiu, odwrotną zależność stwierdzono u szczurzyc [128].
U ludzi narażonych na średnie dawki ołowiu stwierdzono obniżony poziom
kortyzolu we krwi [49], podczas gdy u osób zawodowo narażonych na ołów nie
zaobserwowano istotnych różnic w poziomie glukokortykosteroidów oraz
wydzielania kortyzolu w odpowiedzi na wazopresynę [26]. U mężczyzn, u których
stwierdzono BLL ~ 40g/dl występował podwyższony poziomu parathormonu
229
i kalcytriolu, natomiast u kobiet i dzieci obniżony. Podwyższone stężenie PTH
może być powodem resorpcji kości [61, 96, 104].
Immunotoksyczność związana z ekspozycją na ołów spowodowana jest przez
częściową immunosupresję i deregulację układu odpornościowego, jak
i nadwrażliwość w postaci alergii, anafilaksji oraz chorób autoimmunologicznych
(takich, jak stwardnienie rozsiane, stwardnienie zanikowe boczne) czy
autodegeneracyjnych np. choroba Alzheimera [40, 78]. W trakcie dojrzewania
układ odpornościowy nabywa tolerancji na antygeny. Jest to efektem supresji
reaktywnych komórek przez cytokiny TGF- (ang. transforming growth factor
beta) i IL-4 (ang. interleukin 4). U pacjentów z podwyższonym BLL, u których
obserwowano nadwrażliwość na antygeny, które w normalnych warunkach
powinny być ignorowane przez układ odpornościowy stwierdzono obniżoną
ekspresję tych cytokin. Zaobserwowano także istotną korelację pomiędzy
wzrostem BLL i wzrostem stężenia IgE u pacjentów ze zwiększoną wrażliwością
dróg oddechowych na alergeny. Odwrotna zależność istnieje w przypadku
nadwrażliwości typu IV (komórkowej, nadwrażliwości opóźnionej), która ze
wzrostem BLL ulega osłabieniu. Podejrzewa się, że efekt ten spowodowany jest
zahamowaniem aktywacji limfocytów T w odpowiedzi na antygen, oraz ich
niezdolności do aktywacji makrofagów lub bezpośredniej inhibicji limfocytów Th
[68].
Dotychczasowe obserwacje wskazują, że ołów modyfikuje komórkową, a nie
humoralną odpowiedź układu odpornościowego [139]. Prawdopodobnie
spowodowane to jest zahamowaniem przez Pb2+ ekspresji receptorów CD4 na
powierzchni komórek limfocytów T, monocytów i makrofagów, oraz CD16
charakterystycznego dla komórek NK (ang. natural killer), neutrofili
i makrofagów, oraz aktywacja ekspresji receptora CD8 [30, 41, 63 ,64, 73, 79, 81].
Niekorzystny wpływ ołowiu na układ sercowo-naczyniowy, zarówno
u zwierząt, jak i u ludzi jest w głównej mierze konsekwencją jego toksycznego
działania na inne układy i narządy, np. podwyższone ciśnienie krwi może być
spowodowane upośledzeniem przez Pb2+ filtracji moczu w kłębuszkach nerkowych
[43]. Wzrost ciśnienia tętniczego może być również indukowany przez zmiany
w funkcjonowaniu układu neurohormonalnego, kontrolującego rytm pracy serca
i szerokość światła naczyń krwionośnych. Przy zwiększonym BLL obserwuje się
bowiem wzrost stężenia hormonów norepinefryny i aldosteronu oraz enzymów
reniny i konwertazy angiotensyny we krwi. Wszystkie te czynniki przyczyniają się
do podwyższenia ciśnienia krwi. Wykazano także, że ołów (prawdopodobnie
poprzez indukcję stresu oksydacyjnego) wpływa na obniżenie poziomu NO, co
również prowadzi do wzrostu ciśnienia tętniczego [29, 36, 125].
Kancerogenne działania związków ołowiu nie zostało jak dotąd udowodnione
[73]. U gryzoni, którym podawano rozpuszczalne związki ołowiu obserwowano
wprawdzie wzrost częstości występowania guzów nerek, jednak analiza
potencjalnej genotoksyczności tych związków przeprowadzona na liniach
230
komórkowych ssaków oraz mikroorganizmach dała wyniki ujemne [1, 50]. Uważa
się natomiast, że ołów może przyczyniać się do indukcji procesów nowotworzenia
poprzez zaburzenie procesów naprawy DNA spowodowanych inhibicją enzymów
naprawczych [2, 48, 97, 107]. Transformację nowotworową obserwowano np. po
ekspozycji traktowanych ołowiem komórek na światło ultrafioletowe (czynnik
uszkadzający DNA) [50]. Ponadto stwierdzono korelację pomiędzy ekspozycją
organizmu na ołów, zwłaszcza we wczesnych etapach rozwoju, a obniżeniem
globalnego poziomu metylacji sekwencji LINE-1 i Alu. Zmiany w metylacji DNA
związane są z rozwojem wielu patologii w tym także nowotworów [138]
Jednakże na przykładzie genów białek p16 oraz ALAD pokazano wzrost
metylacji wysp CpG w rejonie promotorów [60]. Mechanizm zmian metylacji
indukowanych przez ołów nie jest znany. Konsekwencją metylacji promotora genu
jest natomiast obniżenie transkrypcji, a tym samym stężenia danego białka
w komórce [67].
KOMPLEKSY OŁOWIU Z MAKROCZĄSTECZKAMI
Wyższa toksyczność ołowiu w porównaniu z innymi metalami jest
konsekwencją jego właściwości fizyko-chemicznych. Wysoka aktywność tego
kationu w fizjologicznym pH wynika z wartości pKa, dla: [(H2O)6…12Pb]2+→
[(H2O)6…11PbOH]++[H+] wynoszącej 7.7 (dla porównania pKa dla Mg2+
[(H2O)6Mg]2+→[(H2O)2MgOH]++[H+] wynosi 11.4) [132]. Promień jonowy
zbliżony do Mg2+ i Zn2+ powoduje że kation ołowiu konkuruje z nimi o miejsce
wiązania a dzięki wyższej elektroujemności powstałe kompleksy są trwalsze
(tab.3). Bardziej rozbudowana konfiguracja elektronowa ołowiu pozwala na
tworzenie kompleksów o liczbie koordynacyjnej 6-12 (tab. 3). Obecność wolnej
pary elektronowej na orbitalu 6s komplikuje geometrię powstających kompleksów
wskutek odpychania powstających wiązań [42, 132]. Kationy magnezu, cynku
i wapnia tworzą kompleksy o regularnej geometrii (ryc. 2a-c) podczas gdy ołów, ze
względu na obecność wolnej pary elektronowej, wymusza przesunięcie
oddziałujących z nim ligandów w stronę przeciwną względem tej pary (ryc. 2d).
Może to wywołać istotne zmiany strukturalne i funkcjonalne makrocząsteczek
[57].
Oddziaływanie ołowiu z białkami
Ołów konkuruje o miejsce wiązania przede wszystkim z Zn2+ i Ca2+. Cynk jest
kofaktorem ok. 70 metaloprotein, w tym wielu czynników transkrypcyjnych,
receptorów i białek związanych z chromatyną [59, 65, 66, 85]. Toksyczny wpływ
ołowiu na te białka wynika z podstawiania kationów w domenach palców
cynkowych, za pośrednictwem których następuje wiązanie do DNA [99].
231
Podstawienie Zn2+ przez Pb2+ powoduje aktywację takich czynników jak TFIIIA,
SP-1, AP-1 czy NF-B. [10, 94, 98, 101].
TABELA 3. Wybrane właściwości wapnia, cynku, magnezu i ołowiu [38, 57]
TABLE 3. Selected properties of calcium, zinc, magnesium and lead [38, 57]
jon
Ca2+
Zn2+
Mg2+
Pb2+
konfiguracja
elektronowa
[(Ne)3s23p6]
[(Ne)3s23p6
3d10]
[(He)2s22p6]
[(Xe)4f145d106s2]
promień jonowy
[pm]
112
74
65
84
elektroujemność
(w skali Paulinga)
1,0
1,65
1,31
2,33
liczba
koordynacyjna
6-8
4,5
6
6-12
ligandy w
miejscu wiązania
karboksylan,
karbonyl,fosforan
karboksylan,
karbonyl,
tiolan,imidazol
karboksylan,
fosforan
karboksylan,
karbonyl, tiolan
zaw. w org.
człowieka (%)
1,38
2,5×10-3
4×10-2
5×10-5
RYCINA 2. Koordynacja ligandów przez kationy wapnia, cynku, magnezu i ołowiu. Obecność
wolnej pary elektronowej w ołowiu powoduje, że ligandy przesunięte są na jedną stronę sfery
koordynacyjnej [57]
FIGURE 2. Coordination of ligands by calcium, zinc, magnesium and lead cations. The presence of
lone electron pair of lead causes the shift of ligands toward one side of the coordination sphere [57]
232
Równie liczną grupę stanowią białka wiążące wapń, pośredniczące w istotnych
procesach fizjologicznych, takich jak skurcz mięśni, wzrost organizmu, odpowiedź
immunologiczna. Wapń bierze również udział w procesach podziału, apoptozy
i sygnalizacji międzykomórkowej (kanały jonowe i wtórne przekaźniki)
oraz transdukcji sygnału [57]. Wśród białek wiążących Ca2+ są kalmodulina,
troponina, czy wspomniane już wcześniej synaptotagmina i kinaza C. Kalmodulina
zaangażowana jest w ponad 100 procesach biologicznych, a jej struktura została
bardzo dobrze scharakteryzowana. W przeciwieństwie do PKC, CaM ulega
aktywacji w obecności mikromolowych stężeń ołowiu [57].
RYCINA 3. Porównanie struktury ludzkiej kalmoduliny związanej z Ca2+ (zaznaczony na żółto)
i Pb2+ (zaznaczony na popielato) (a); schemat wiązania Ca2+ (b) i Pb2+ (c) przez kalmodulinę [Protein
Data Bank: ID odpowiednio 2v01 i 2v02] [63]
FIGURE 3. Superposition of the structure of human calmodulin with Ca2+ (yellow) and Pb2+ (grey)
(a); binding of Ca2+ (b) and Pb2+ (c) with calmodulin [Protein Data Bank: ID 2v01 and 2v02,
respectively] [63]
Mechanizm inhibicji białek przez jony ołowiu przedyskutujemy na przykładzie
dwóch enzymów, kalmoduliny (CaM) i dehydratazy kwasu δ-aminolewulinowego
(ALAD), wiążących wapń i cynk. Miejsca wiązania Ca2+ w CaM znajdują się
w dwóch pętlach motywu EF-hand. Kation wapnia tworzy siedmio-koordynacyjny
kompleks, którego ligandami są grupy kwasowe białka i jedna cząsteczka wody
233
[57]. Porównując struktury przestrzenne CaM-Ca2+ i CaM-Pb2+ nie stwierdzono
istotnych różnic wywołanych wiązaniem kationu ołowiu (ryc. 3) [63, 134, 135].
Sugeruje to, że toksyczny wpływ ołowiu na białka wiążące wapń jest raczej
skutkiem jego wyższego powinowactwa do miejsca wiązania aniżeli zmian
struktury [37, 87, 100]. W niskim stężeniu ołowiu następuje aktywacja
kalmoduliny, lecz w miarę jego wzrostu następuje inhibicja spowodowana
prawdopodobnie wiązaniem dodatkowych kationów Pb2+ (ryc. 3b) [34].
Podstawienie Zn2+ kationem Pb2+ w ALAD, podobnie jak w przypadku CaM,
również nie powoduje istotnych zmian w strukturze białka (ryc. 4) [70]. Ołów
wykazuje natomiast 500-krotnie wyższe powinowactwo do miejsca wiązania
aniżeli cynk [57]. Jednakże wady rozwojowe, a także problemy behawioralne
obserwowane u dzieci z podwyższonym BLL, nie wydają się być jedynie
wynikiem inhibicji ALAD. Sugeruje się, że na ich powstanie ma wpływ również
zahamowanie aktywności innych białek, szczególnie czynników transkrypcyjnych
wiążących cynk za pośrednictwem 3 cystein [40, 53]. W miejscach wiązania
złożonych z Cys3 i Cys4 [np. receptor steroidowy i białko GATA (ang. GATA
binding protein 1) szczególnie ważne w procesach rozwojowych organizmu] cynk
jest bowiem szczególnie łatwo zastępowany przez ołów, nie ulega natomiast
podstawieniu do miejsc Cys2His2 [70]. Na podstawie analizy różnych struktur
krystalicznych białka ALAD zaproponowano model wiązania substratu (ALA)
w miejscu A enzymu, w którym ligandami kationu cynku są: tlen grupy
karbonylowej przy C4 oraz azot grupy aminowej przy C5 (ryc. 5) [34]. Za pomocą
rentgenowskiej spektroskopii absorpcyjnej (XAS) stwierdzono nieznaczne różnice
w geometrii kompleksów cynku i ołowiu, które mogą być powodem inhibicji
reakcji [70].
Większość badań mających na celu wyjaśnienie sposobów i skutków wiązania
ołowiu do białek koncentruje się na analizie struktury miejsca wiązania metali.
Ołów jednak, podobnie jak i inne metale ciężkie, oprócz zastępowania
prawidłowych kationów w tych miejscach, może się również wiązać na
powierzchni białka, w miejscach nagromadzenia ujemnie naładowanych reszt
aminokwasowych. W strukturze krystalicznej obu omówionych białek
obserwowano obecność kationów ołowiu poza miejscami wiązania Ca2+ i Zn2+
(ryc. 3, 4) [33, 57, 134, 135].
234
RYCINA 4. Porównanie struktury dehydratazy kwasu δ-aminolewulinowego z S.cerevisiae
w kompleksie z Zn2+ oraz w kompleksie z Pb2+ (a); schemat wiązania Zn2+ (b) i Pb2+ (c) przez
dehydratazę [Protein Data Bank: ID odpowiednio 1w54 i 1qnv] [33]
FIGURE 4. Superposition of the structure of δ-amminolevulinic acid dehydratase from S.cerevisiae In
complex with Zn2+ and Pb2+ (a) Pb2+ ; binding of Zn2+ (b) and Pb2+ (c) by dehydratase [Protein Data
Bank: ID 1w54 and 1qnv, respectively] [33]
RYCINA 5. Model wiązanie kationu Zn2+ do miejsca Cys3 w białku ALAD [53]
FIGURE 5. Model of Zn2+ binding to Cys3 in ALAD [53]
235
Oddziaływanie ołowiu z kwasami nukleinowymi
Kationy ołowiu łatwo również tworzą kompleksy z grupami fosforanowymi
w łańcuchach DNA i RNA, a w niektórych przypadkach również z zasadami
azotowymi (ryc. 6) [132].
RYCINA 6. Schemat wiązania jonów magnezu i ołowiu do RNA [132]
FIGURE 6. Scheme of magnesium and lead cations binding to RNA [132]
Już w latach 60-tych ub. wieku zaobserwowano, że obecność jonów ołowiu
w stężeniu powyżej 10M powoduje obniżenie aktywności tRNA w reakcji
aminoacylacji. Jak się okazało, zjawisko to spowodowane było hydrolizą
cząsteczki kwasu rybonukleinowego [44, 105]. Obecnie stosunkowo dobrze
poznano miejsca wiązania metali do RNA oraz mechanizm reakcji hydrolizy
łańcucha fosfo-cukrowego [19]. Nie poznano jednak skutków tej hydrolizy in vivo
z toksykologicznego punktu widzenia.
W badaniach strukturalnych in vitro wykorzystuje się Pb2+ o stężeniu 0.1-3
mM, które powoduje tylko częściową hydrolizę cząsteczki [14-16, 33, 62, 70].
W przypadku tRNAPhe z drożdży, kation ołowiu wiążący się do zasad w U59 i C60
w pętli TC katalizuje specyficzne rozerwanie wiązania fosfo-cukrowego
w obrębie pętli DHU pomiędzy D17 i G18 (ryc. 7) [19,20]. W roztworze 1M NaCl,
hydrolizie ulegają wiązania pomiędzy 17-18 i częściowo 73-74 w tRNAPhe oraz 1617 (40%) i 17-18 (60%) w tRNAVal, RNAAsp nie ulega hydrolizie. Natomiast w 0.5
M NaCl cząsteczka RNAAsp przecinana jest z wydajnością 50% między 35-36 oraz
14% 19-20 i 6% 16-17, a tRNAPhe pomiędzy16-17 i 17-18 a także częściowo
między nukleotydami 1-2 [131].
W dojrzewaniu końca 5’ cząsteczki tRNA bierze udział RNaza P, której
aktywność zależy od Mg2+ i wzrasta w obecności Mn2+ , Ca2+ jak również Sr2+
i Zn2+ [23, 142]. W warunkach in vitro Pb2+ powoduje hydrolizę M1 RNA, która
może zostać zahamowana przez wzrost stężenia Mg2+ do 100 mM. Jednakże
stężenie Mg2+ w komórkach żywych nigdy nie przekracza wartości 0.5-2 mM [55,
116, 136]. Miejsca wiązania Mg2+ i Pb2+ w M1 RNA częściowo się pokrywają,
natomiast produkty hydrolizy katalizowanej przez kationy ołowiu są o 1 nukleotyd
dłuższe i zawierają na końcach 5’ i 3’grupy PO43- i OH-, w przeciwieństwie do
prawidłowych [25]. Kationy ołowiu katalizują również specyficzną hydrolizę RNA
w obu podjednostkach rybosomu (ryc. 8b, c). W 23S RNA rozerwaniu ulega
236
wiązanie w pozycji A505 i C2347 oraz G240 w 16S RNA, co nie powoduje jednak
utraty aktywności rybosomu. Miejsce wiązania kationów ołowiu w obu
podjednostkach pokrywa się z miejscem wiązania dla jonów Mg2+ , Mn2+, Ca2+
i Zn2+ [24]. W badaniach in viro cząsteczka wolnego 5S rRNA ulega hydrolizie
szczególnie w pętlach A, C i E (ryc. 8a, b). Produktów tej reakcji nie stwierdzono
dla 5SrRNA związanego z całą podjednostką 50S [24, 115].
RYCINA 7. Struktura trzeciorzędowa cząsteczki tRNAPhe z S. cerevisiae. [PDB 1EHZ]. Strzałką
wskazano miejsce hydrolizy wiązania fosfo-cukrowego pomiędzy D17-G18 katalizowane przez jon
Pb2+ (zaznaczony na popielato). W ramce obok przedstawiono schemat wiązania kationu ołowiu do
tRNAPhe (C60N3→Pb(II), U59O4→Pb(II) wiązanie koordynacyjne, Pb(II)OH…….2’OHD17 –
wiązanie wodorowe) [18]
FIGURE 7. Tertiary structure of tRNAPhe from S. cerevisiae. [PDB 1EHZ]. Arrow points the site of
phosphor-sugar bond hydrolysis between D17-G18 catalyzed by Pb2+ ion (highlighted in grey). In the
box next to the diagram a scheme of lead cation binding to tRNAPhe (C60N3→Pb(II), U59O4→Pb(II)
coordination bond, Pb(II)OH…….2’OHD17 – hydrogen bond) [18]
Podobnie jak w przypadku tRNAPhe, M1 RNA czy rybosomów potencjalne
miejsce wiązania dla Pb(II) znajduje się również w miejscu aktywnym intronów
grupy I. Wymiana kationu Mg2+ na Pb2+ powoduje hydrolizę RNA w obrębie
intronu, a otrzymane produkty posiadają grupę PO4 na końcu 3’i OH na 5’,
w przeciwieństwie do prawidłowo wyciętego intronu zakończonego grupami PO4
na 5’ i OH na 3’ końcu [89, 90, 131].
237
RYCINA 8. Struktura przestrzenna rybosomu z E.coli a) 5S rRNA, strzałkami wskazano najsilniejsze
cięcia katalizowane przez Pb2+ w reakcji in vitro dla izolowanej cząsteczki [34, 105]. Podjednostki
50S [PDB 3OFZ] b) i 30S [PDB 3OFY] c) rybosomu. Kolorem szarym zaznaczono łańcuch RNA,
liliowo-zielonym białka. Na czerwono zaznaczono nukleotyd, po którym następuje przecięcie
łańcucha rybosomu katalizowane przez jon ołowiu. Strzałką wskazano miejsce hydrolizy
powiększeniu
FIGURE 8. Three-dimensional structure of ribosome from E.coli a) 5S rRNA, arrows points the
strongest cuts catalyzed by Pb2+ observed in in vitro reaction for isolated molecule [34, 105]. Subunits
50S [PDB 3OFZ] b) and 30S [PDB 3OFY] c) ribosome. The RNA chain is marked in grey, protein in
magenta-green. Red  nucleotide at which ribosome is hydrolyzed by Pb2+. Arrows points the
hydrolysis site in magnification
238
Metodą selekcji in vitro wyodrębniono cząsteczkę RNA wykazującą, podobnie
jak rybozymy, właściwość katalizy reakcji specyficznej hydrolizy RNA, ale
aktywnej tylko w obecności ołowiu i przez analogię nazwano ją leadzymem.
Charakterystyczny motyw leadzymu składa się z krótkiej helisy zawierającej
wewnętrzną pętlę (ryc. 9a). Substratem może być inna cząsteczka RNA
oddziałująca z leadzymem (hydroliza in trans) lub cząsteczka leadzymu (hydroliza
in cis) [31, 77].
Reakcja hydrolizy wiązania fosfodiestrowego w RNA katalizowana przez
leadzym przebiega w dwóch etapach. Pierwszy zachodzi analogiczne jak
w przypadku rybozymów i polega na wewnątrzcząsteczkowej transestryfikacji,
podobnie jak w przypadku rybonukleaz. Jego kluczowym etapem jest atak
nukleofilowy tlenu z grupy 2’OH na najbliższą grupę fosforanową,
w konsekwencji tworzy się pięciokoordynacyjny produkt przejściowy, zawierający
cykliczny 2’,3’-fosforan, w następnym etapie dochodzi do zerwania wiązania
między atomem fosforu a tlenem przy węglu 5’, w efekcie do przecięcia cząsteczki
[9, 136]. Jeden z powstających produktów posiada na końcu grupę 5'hydroksylową a drugi cykliczny 2',3'-fosforan. Logarytm szybkości tej reakcji
rośnie liniowo wraz ze wzrostem pH, co sugeruje udział jonu OH- zasocjowanego
z Pb2+ jako zasady (ryc. 10). Natomiast w drugim etapie, nie obserwowanym
w przypadku innych rybozymów, cykliczny fosforan hydrolizowany jest do 2’;3'fosforanu podobnie jak w przypadku reakcji katalizowanej przez RNazę A [8].
RYCINA 9. Schemat leadzymu otrzymanego na drodze selekcji in vitro a). Strzałką zaznaczono
miejsce hydrolizy substratu RNA; b) fragment cząsteczki 5S rRNA (B. taurus)
FIGURE 9. Scheme of leadzyme obtained through in vitro selectoin a). Arrows depicts hydrolysis site
in substrate RNA; b) fragment of 5S rRNA (B. taurus)
239
RYCINA 10. Schemat mechanizmu hydrolizy RNA katalizowanej przez leadzym. W pierwszym
etapie na skutek deprotonacji grupy 2’OH rybozy następuje atak nukleofilowy na grupę fosforanową
przy węglu 3' a następnie protonacja tlenu w pozycji 5’ i zerwanie wiązania P-5’O. W dalszym etapie
w obecności kationu Pb2+ następuje przekształcenie cyklicznego wiązania 2’,3’ fosfoestrowego w 2’
lub 3’ monofosforan [136]
FIGURE 10. Scheme of the leadzyme catalyzed mechanizm of RNA hydrolysis. In the first stage due
to deprotonation of 2’OH group of ribose nucleophilic attack on phosphate group at 3’ position take
palce followed by protonation of 5’-O and breaking the P-5’O bond. In next step in the presence of
Pb2+ a conversion of 2’,3’-cyclic phosphoester bond is conversed into 2’ or 3’ monophosphate [136]
Maksymalna aktywność leadzymów obserwowana jest przy stężeniu kationów
ołowiu
10M, a zatem stukrotnie niższym niż używane w badaniach
strukturalnych RNA in vitro. Szybkość reakcji katalizowanej przez leadzym
wzrasta znacząco w obecności Mg2+, Ba2+, Mn2+ oraz jonów lantanowców. Objawy
zatrucia ołowiem obserwuje się u osób, których BLL wynosi 40-70g/dL (tab. 1),
co odpowiada stężeniu ~2-3.3M.. Inhibicja aktywności leadzymu przez kationy
magnezu na skutek konkurencji o miejsce wiązania w badaniach in vitro, następuje
w obecności 10 mM Mg2+. Jest to jednak stężenie nieosiągalne w komórce.
Pomimo, że prawdopodobieństwo hydrolizy RNA według wyżej opisanego
mechanizmu w warunkach in vivo wydaje się niewielkie, należy jednak mieć na
uwadze fakt, że kation ten kumuluje się w tkankach, a zatem jego realne stężenie
w komórkach może być wyższe [8].
Charakterystyczną dla leadzymu sekwencję zaobserwowano w pętli D
rybosomalnej cząsteczki 5S RNA. Zaprojektowano więc krótką cząsteczkę RNA
o sekwencji odpowiadającej potencjalnemu substratowi i pokazano, że ulega ona
hydrolizie w obecności 5S rRNA i Pb2+ (ryc. 9b) [122]. Analizując
sekwencje DNA zdeponowane w banku genów stwierdzono, że motyw leadzymu
w genomowym DNA jest reprezentowany z częstotliwością 2-9 Mpz (tab. 4).
W genomie ludzkim jest on wprawdzie obecny trzykrotnie rzadziej niż u muszki
owocowej, jednakże w 28000 sekwencji mRNA występuje 666 razy (tab. 4).
W cząsteczkach pięciu ludzkich mRNA motyw ten tworzy stabilną drugorzędową
strukturę, która może być aktywnym leadzymem. Obecność takich struktur stwarza
potencjalną możliwość hydrolizy RNA katalizowanej przez leadzym bardzo istotną
z toksykologicznego punktu widzenia [122].
240
TABELA 4. Częstotliwość występowania sekwencji leadzymów w wybranych organizmach [8]
TABLE 4. Frequency of leadzyme sequences in selected organisms [8]
Organizm
Homo sapiens
Arabidopsis
thaliana
Caenorhabditis
elegans
Drosophila
melanogaster
Genom
liczba potencjalnych DNAzymów
11 247
mRNA
liczba potencjalnych leadzymów
666
276
121
278
118
657
293
Oddziaływanie pomiędzy DNA i Pb2+ zależy od stężenia jonów ołowiu.
W niskich stężeniach, gdy stosunek P/Pb2+ (P - fosforan) nie przewyższa 0.5, ołów
oddziałuje z grupami fosforanów DNA, nie wpływając na strukturę podwójnej
helisy. Wyższe stężenia (P/Pb2+=1,0) prowadzą do utworzenia kompleksów Pb2+
z zasadami azotowymi, co może zaburzać strukturę helisy. Dalszy wzrost stężenia
Pb2+ prowadzi do wytrącania nierozpuszczalnych kompleksów Pb2+-DNA [18].
Podobnie, jak w przypadku leadzymów, istnieją także sekwencje DNA
o właściwościach katalitycznych zależnych od ołowiu, nie zostały one jednak aż
tak dobrze poznane jak katalityczne cząsteczki RNA [18].
PODSUMOWANIE
Postęp badań jaki dokonał się w ostatnich latach dostarczył nowych informacji
o molekularnych mechanizmach toksyczności ołowiu. Szczegółowe badania
wykazały, że ołów konkuruje o miejsce wiązania zarówno z cynkiem jak
i wapniem, modulując aktywność białka. Większe powinowactwo Pb2+ do miejsc
wiązania Zn2+ oraz Ca2+ może sprawiać wrażenie, że inaktywacja białek zależnych
od tych kationów jest głównym powodem zatrucia organizmu. Problem okazuje się
o wiele bardziej złożony z uwagi na to, że istotnym elementem mechanizmu
zatrucia może być także potencjalna hydroliza RNA, a tym samym inhibicja
translacji. Do chwili obecnej, większość poznanych aspektów toksyczności ołowiu
dotyczy jego oddziaływań z białkami ze szlaku przekazywania sygnałów skąd
zaburzenia przenoszą się na kolejne szlaki, co rozszerza zakres szkód.
Rozwój nowoczesnych narzędzi, takich jak mikromacierze DNA i proteomika,
pozwalających na jednoczesną analizę całego spektrum zmian jakie następują
w komórce na skutek wprowadzenia badanego czynnika, w tym przypadku jonu
metalu ciężkiego, otwiera obecnie przed badaczami nowe, ogromne możliwości
kompleksowego poznania skutków zaburzenia homeostazy organizmu przez ten
kation.
241
LITERATURA
[1] Agency for Toxic Substances and Disease Registry (2007) Toxicological profile for lead. U.S.
Department of Health and Human Services.
[2] ALATISE OI, SCHRAUZER GN. Lead exposure: a contributing cause of the current breast cancer
epidemic in Nigerian women. Biol Trace Elem Res 2010; 136: 127–139.
[3] ALKONDON M, ALBERTO CS, RADHAKRISHNAN V, ARONSTAM RS, ALBUQUERQUE EX
Selective blockade of NMDA-activated channel currents may be implicated in learning deficits caused
by lead. FEBS Lett 1990; 261:124-130.
[4] AL-SALEH I, SHINWARI N, MASHHOUR A, MOHAMED GE, RABAH A. Heavy metals (lead,
cadmium and mercury) in maternal, cord blood and placenta of healthy women. Int J Hyg Environ
Health 2011; 214:79-101.
[5] APOSTOLI P, BELLINI A, PORRU S, BISANTI L. The effect of lead on male fertility: a time to
pregnancy (TTP) study. Am J Ind Med 2000; 38:310-315.
[6] BARANOWSKA-BOSIACKA I, DZIEDZIEJKA V, SAFRANOW K, Gutowska I, MARCHLEWICZ
M, DOŁEGOWSKA B, RAĆ ME, WISZNIEWSKA B, CHLUBEK D. Inhibition of erythrocyte
phosphoribosyltransferases (APRT and HPRT) by Pb 2+: a potential mechanism of lead toxicity.
Toxicology 2009; 259:77-83.
[7] BARANOWSKA-BOSIACKA I, HLYNCZAK AJ. The effect of lead ions on the energy metabolism
of human erythrocytes in vitro. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol 2003; 134: 403-416.
[8] BARCISZEWSKA MZ, SZYMAŃSKI M, WYSZKO E, PAŚ J, RYCHLEWSKI L,
BARCISZEWSKI J. Lead toxicity through the leadzyme. Mut Res 2005; 589: 103-110.
[9] BARCISZEWSKA MZ, WYSZKO E, BALD W, ERDMANN VA, BARCISZEWSKI J. 5S rRNA is a
leadzyme. A molecular basis for lead toxicity. J Biochem 2003; 133: 309-315.
[10] BASHA MR, WEI W, BRYDIE M, RAZMIAFSHARI M, ZAWIA NH. Lead-induced developmental
perturbations in hippocampal Sp1 DNA-binding are prevented by zinc supplementation: in vivo
evidence for Pb and Zn competition. Int J Dev Neurosci 2003; 21:1-12.
[11] BERGDAHL IA, GRUBB A, SCHÜTZ A, DESNICK RJ, WETMUR JG, SASSA S, SKERFVING S.
Lead binding to delta-aminolevulinic acid dehydratase (ALAD) in human erythrocytes. Pharmacol
Toxicol 1997; 81: 153-158.
[12] BOUTON CMLS, FRELIN LP, FORDE CE, GODWIN HA, PEVSNER J Synaptotagmin i is
a molecular target for lead. J Neurochem 2001; 76: 1724–1735.
[13] BRAGA MFM, PEREIRA EFR, ALBUQUERQUE EX. Nanomolar concentrations of lead inhibit
glutamatergic and GABAergic transmission in hippocampal neurons. Brain Res 1999; 826: 22-34.
[14] BRANNVALL M, KIKOVSKA E, KIRSEBOM LA. Cross talk between the +73/294 interaction and
the cleavage site in RNase P RNA mediated cleavage. Nucleic Acids Res 2004; 32: 5418–5429.
[15] BRANNVALL M, KIRSEBOM LA. Metal ion cooperativity in ribozyme cleavage of RNA. Proc Natl
Acad Sci USA 2001; 98: 12943–12947.
[16] BRIDGEWATER BM, PARKIN G. Lead Poisoning and the Inactivation of 5-Aminolevulinate
Dehydratase as Modeled by the Tris(2-mercapto-1-phenylimidazolyl)hydroborato Lead Complex,
{[TmPh]Pb}[ClO4]. J Am Chem Soc 2000; 122: 7140-7141.
[17] BROOKES PS, YOON Y, ROBOTHAM JL, ANDERS MW, SHEU SS. Calcium, ATP, and ROS:
a mitochondrial love-hate triangle. Am J Physiol Cell Physiol 2004; 287: C817-C833.
[18] BROWN AK, LI J, PAVOT CMB, LU Y A. Lead-Dependent DNAzyme with a Two-Step
Mechanism. Biochemistry 2003; 42: 7152-7161.
[19] BROWN R, HINGERTY B, DEWAN J, KLUG A. Pb(II)-catalysed cleavage of the sugar-phosphate
backbone of yeast tRNAPhe - implications for lead toxicity and self-splicing RNA. Nature 1983; 303:
543-546.
[20] BROWN RS, DEWAN J, KLUG A. Crystallographic and biochemical investigation of the lead(II)catalysed hydrolysis of yeast phenylalanine tRNA. Biochemistry 1985; 24: 4785-4801.
[21] Centers for Disease Control Lead poisoning from Mexican folk remedies - California MMWR 1983;
32: 554-555.
242
[22] CHANG SH, CHENG BH, LEE SL, CHUANG HY, YANG CY, SUNG FC, WU TN. Low blood lead
concentration in association with infertility in women. Environ Res 2006; 101: 380-386.
[23] CIESIOŁKA J, HARDT W-D, SCHLEGL J, EEDMANN VA, HARTMANN RK. Lead-ion-induced
cleavage of RNase P RNA Eur J Biochem 1994; 219: 49-56.
[24] CIESIOŁKA J, LORENZ S, ERDMANN VA. Different conformational forms of Escherichia coli and
rat liver 5s rRNA revealed by Pb(I1)-induced hydrolysis, Eur J Biochem 1992; 204: 583-589.
[25] CIESIOŁKA J, LORENZ S, ERDMANN VA. Structural analysis of three prokaryotic 5S rRNA
species and selected 5SrRNA - ribosomal-protein complexes by means of Pb(I1)-induced hydrolysis.
Eur J Biochem 1992; 204: 575-58.
[26] CULLEN MR, KAYNE RD, ROBINS JM. Endocrine and reproductive dysfunction in men associated
with occupational inorganic lead intoxication. Arch Environ Health 1984; 39: 431-440.
[27] DEGAWA M, ARAI H, KUBOTA M, HASHIMOTO Y. Ionic lead, but not other ionic metals (Ni 2+,
Co2+ and Cd2+), suppresses 2-methoxy-4-aminoazobenzene-mediated cytochrome P450IA2(CYP1A2)
induction in rat liver. Biol Pharm Bull. 1995; 18 :1215-1218.
[28] DEGAWA M, MATSUDA K, ARAI H, HASHIMOTO Y. Lead nitrateinhibits the induction of
CYP1A mRNAs by aromatic aminesbut not by aryl hydrocarbons in the rat liver. J Biochem (Tokyo)
1996; 120: 547-551.
[29] DIETERT RR, PIEPENBRINK MS. Lead and immune function. Crit Rev Toxicol 2006; 36: 359–385.
[30] DIETERT RR. Developmental immunotoxicology: focus on health risks Chem Res Toxicol 2009; 22:
17-23.
[31] DOHERTY EA, DOUDNA JA. Ribozyme structures and mechanisms. Annu Rev Biochem 2000; 69:
597-615.
[32] DOUMOUCHTSIS KK, DOUMOUCHTSIS SK, DOUMOUCHTSIS EK, PERREA DN. The effect of
lead intoxication on endocrine functions. J Endocrinol Invest 2009; 32: 175-183.
[33] ERSKINE PT, DUKE EM, TICKLE IJ, SENIOR NM, WARREN MJ, COOPER JB. MAD analyses of
yeast 5-aminolaevulinate dehydratase: their use in structure determination and in defining the metalbinding sites. Acta Crystallogr D Biol. Cryst 2000; 56: 421-430.
[34] FARKAS WR. Depolymerization of ribonucleic acid by plumbous ion. Biochim Biophys Acta 1968;
155: 401-409.
[35] FERGUSON C, KERN M, AUDESIRK G. Nanomolar concentrations of inorganic lead increase Ca2+
efflux and decrease intracellular free Ca2+ ion concentrations in cultured rat hippocampal neurons by
a calmodulin-dependent mechanism. Neurotoxicology 2000; 21: 365-378.
[36] FEWTRELL LJ, PRUSS-USTUN A, LANDRIGAN P, AYUSO-MATEOS JL. Estimating the global
burden of disease of mild mental retardation and cardiovascular diseases from environmental lead
exposure. Environ Res 2004; 94: 120-133.
[37] FULLMER CS, EDELSTEINP S, WASSERMAN RH. Lead-binding Properties of Intestinal Calciumbinding Proteins. J Biol Chem 1985; 260: 6616-6819.66
[38] GARZA A, VEGA R, SOTO. E Cellular mechanisms of lead neurotoxicity. Med Sci Monit 2006; 12:
57-65.
[39] GAVAZZO P, ZANARDI I, BARANOWSKA-BOSIACKA I, MARCHETTI C Molecular
determinants of Pb2+ interaction with NMDA receptor channels. Neurochem Int 2008; 52: 329–337.
[40] GHERING A, MILLER B, JENKINS LM, SCHENCK BL, DEO S, MAYER RA, PIKAART MJ,
OMICHINSKI JG, GODWIN HA. Spectroscopic and Functional Determination of the Interaction of
Pb2+ with GATA Proteins. J Am Chem Soc 2005; 127: 3751-3759.
[41] GILBERT ME, LASLEY SM. Developmental lead (Pb) exposure reduces the ability of the NMDA
antagonist MK801 to suppress long-term potentiation (LTP) in the rat dentate gyrus, in vivo.
Neurotoxicol Teratol 2007; 29: 385-393.
[42] GODWIN HA. The biological chemistry of lead. Curr Opin Chem Biol 2001; 5: 223-227.
[43] GONICK HC. Nephrotoxicity of cadmium and lead. Indian J Med Res 2008; 128: 335-352.
[44] GÓRNICKI P, BAUDIN F, ROMBY P, WIEWIÓROWSKI M, KRZYŻOSIAK W, EBEL JP,
EHRESMANN C, EHRESMANN B. Use of lead(II) to probe the structure of large RNA's.
Conformation of the 3' terminal domain of E. coli 16S rRNA and its involvement in building the tRNA
binding sites. J Biomol Struct Dyn 1989; 6: 971-984.
[45] GOYER RA. Transplacental transport of lead. Environ Health Perspect. 1990; 89: 101-105.
243
[46] GRACIA RC, SNODGRASS WR. Lead toxicity and chelation therapy. Am J Health Syst Pharm 2007;
64: 45-53.
[47] GUILARTE TR, MICELI RC, JETT DA Biochemical evidence of an interaction of lead at the zinc
allosteric sites of the NMDA receptor complex: effects of neuronal development. Neurotoxicology
1995; 16: 63–71.
[48] GUMP BB, STEWART P, REIHMAN J, LONKY E, DARVILL T, MATTHEWS KA, PARSONS PJ.
Prenatal and early childhood blood lead levels and cardiovascular functioning in 9 1/2 year old
children. Neurotoxicol Teratol 2005; 27: 655-665.
[49] GUSTAFSON A, HEDNER P, SCHÜTZ A, SKERFVING S. Occupational lead exposure and
pituitary function. Int Arch Occup Environ Health 1989; 61: 277-281.
[50] HAYES RB. The carcinogenicity of metals in humans. Cancer Causes Control 1997; 8: 371-385.
[51] HU H, WU MT, CHENG Y, SPARROW D, WEISS S, KELSEY K. The delta-aminolevulinic acid
dehydratase (ALAD) polymorphism and bone and blood lead levels in community-exposed men: the
Normative Aging Study. Environ Health Perspect (2001) 109: 827-832.
[52] HUSEMAN CA, VARMA MM, ANGLE CR. Neuroendocrine effects of toxic and low blood lead
levels in children. Pediatrics 1992; 90: 186-9.
[53] JAFFE EK. The porphobilinogen synthase catalyzed reaction mechanism Bioorg Chem 2004; 32: 316–
325.
[54] JOFFE M, BISANTI L, APOSTOLI P, KISS P, DALE A, ROELEVELD N, LINDBOHM ML,
SALLMÉN M, VANHOORNE M, BONDE JP. Asclepios.Time To Pregnancy and occupational lead
exposure. Occup Environ Med. 2003; 60: 752-758.
[55] KIKOVSKA E, MIKKELSEN NE, KIRSEBOM LA. The naturally trans-acting ribozyme RNase P
RNA has leadzyme properties. Nucleic Acids Res 2005; 33: 6920-6930.
[56] KIM JS, HE L, LEMASTER JL. Mitochondrial permeability transition: common pathway to necrosis
and apoptosis. Biochem Biophys Res Commun 2003; 304: 463-470.
[57] KIRBERGER M, YANG JJ. Structural differences between Pb2+- and Ca2+-binding sites in proteins:
Implications with respect to toxicity. J Inorg Biochem 2008; 102: 901-1909.
[58] KOJIMA M, NEMOTO K, MURAI U, YOSHIMURA N, AYABE Y, DEGAWA M. Altered gene
expression of hepatic lanosterol 14α-demethylase (CYP51) in lead nitrate-treated rats. Arch Toxicol
2002; 76: 398-403.
[59] KOROPATNICK J, LEIBBRANDT MEI. Toxicology of metals. In: Goywr, R.A., Cherian, M.G.
(Eds.), Effects of Metals on Gene Expression, Biochemical Aspects. Springer, Berlin, 1995; pp. 12–95.
[60] KOVATSI L, GEORGIOU E, IOANNOU A, HAITOGLOU C, TZIMAGIORGIS G, TSOUKALI H,
KOUIDOU S. p16 promoter methylation in Pb2+ -exposed individuals. Clin Toxicol (Phila) 2010; 48:
124–128.
[61] KRISTAL-BONEH E, FROOM P, YERUSHALMI N, HARARI G, RIBAK J. Calcitropic hormones
and occupational lead exposure. Am J Epidemiol 1998; 147: 458-463.
[62] KRZYŻOSIAK W, MARCINIEC T, WIEWIÓROWSKI M, ROMBY P, EBEL JP, GIEGE R.
Characterization of lead(I1)-induced cleavages in tRNAs in solution and effect of the Y-base removal
in yeast tRNAPhe. Biochemistry 1988 27: 5771-5777.
[63] KURSULA P, MAJAVA VA. Structural insight into lead neurotoxicity and calmodulin activation by
heavy metals Acta Cryst 2007; F63: 653–656.
[64] LAWRENCE DA, McCABE Jr MJ. Immunomodulation by metals. Int Immunopharmacol. 2002; 2:
293-302.
[65] LEE MS, GIPPERT GP, SOMAN KV, CASE DA, Wright PE. Three-dimensional solution structure of
a single zinc-finger DNA-binding domain. Science 1989; 245: 635–637.
[66] LEWIS CD, LAEMMLI UK. Higher order metaphase chromosome structure: evidence for
metalloprotein interactions. Cell 1982; 29: 171–181.
[67] LI C, XU M, WANG S, YANG X, ZHOU S, ZHANG J, LIU Q, SUN Y. Lead exposure suppressed
ALAD transcription by increasing methylation level of the promoter CpG islands. Toxicol Lett 2011;
30: 48-53.
[68] LOGHMAN-ADHAM M. Renal effects of environmental and occupational lead exposure. Environ
Health Perspect. 1997; 105: 928-938.
244
[69] LYN P. Lead toxicity, a review of the literature. Part I: exposure, evaluation and treatment. Altern Med
Rev 2006; 11: 2-22.
[70] MAGYAR JS, WENG T-C, STERN CM, DYE DF, ROUS BW, PAYNE JC, BRIDGEWATER BM,
MIJOVILOVICH A, PARKIN G, ZALESKI JM, PENNER-HAHN JE, GODWIN HA. Reexamination
of Lead(II) Coordination Preferences in Sulfur-Rich Sites: Implications for a Critical Mechanism of
Lead Poisoning. J Am Chem Soc 2005; 127: 9495-9505.
[71] MARCHETTI C. Molecular targets of lead in brain neurotoxicity. Neurotox Res 2003; 5: 221-236.
[72] MARTYNOWICZ H, ANDRZEJAK R, MEDRAŚ M. The influence of lead on testis function Med Pr
2005; 56: 495-500.
[73] MCCABE JR MJ, SINGH KP, REINERS Jr JJ. Low level lead exposure in vitro stimulates the
proliferation and expansion of alloantigen-reactive CD4 (high) T cells. Toxicol Appl Pharmacol 2001;
177: 219-231.
[74] McGOWAN JA. Bone: Target and source of environmental pollutant exposure. Otolaryngol Head
Neck Surg 1996; 114: 220-223.
[75] McGREGOR AJ, MASON HJ. Chronic occupational lead exposure and testicular endocrine function.
Hum Exp Toxicol 1990; 9: 371-376.
[76] MEYER PA, BROWN MJ, FALK H. Global approach to reducing lead exposure and poisoning. Mutat
Res 2008; 659: 166-175.
[77] MIKKOLA S, KAUKINEN U, LÖNNBERG H. The effect of secondary structure on cleavage of the
phosphodiester bonds of RNA. Cell Biochem Biophys 2001; 34: 95-119.
[78] MISHRA KP. Lead exposure and its impact on immune system: A review. Toxicol In Vitro 2009; 23:
969-972.
[79] MOMCILOVIĆ B, ALKHATIB HA, DUERRE JA, COOLEY M, LONG WM, HARRIS TR,
LYKKEN GI. Environmental lead-210 and bismuth-210 accrue selectively in the brain proteins in
Alzheimer disease and brain lipids in Parkinson disease. Alzheimer Dis Assoc Disord 2001; 15: 106115.
[80] MOORE MR, MEREDITH PA, WATSON WS, SUMNER DJ, TAYLOR MK, GOLDBERG A. The
percutaneous absorption of lead-203 in humans from cosmetic preparations containing lead acetate, as
assessed by whole-body counting and other techniques. Food Cosmet Toxicol 1980; 18: 399-405.
[81] MUDIPALLI A. Lead hepatotoxicity and potential health effects. Indian J Med Res 2007; 126: 518527.
[82] NEAL AP, GUILARTE TR. Molecular Neurobiology of Lead (Pb 2+): Effects on Synaptic Function.
Mol Neurobiol 2010; 42: 151-160.
[83] NEAL AP, STANSFIELD KH, WORLEY PF, THOMPSON RE, GUILARTE TR. Lead exposure
during synaptogenesis alters vesicular proteins and impairs vesicular release: potential role of NMDA
receptor-dependent BDNF signaling. Toxicol Sci 2010; 116: 249–263.
[84] NEEDLEMAN HL. Lead poisoning. Annu Rev Med 2004; 55: 209-222.
[85] O’HALLORAN TV. 1989 In: Siegal, H. (Ed.), Metal Ions in Biological System. Marcel-Dekkar, New
York.
[86] ODENBRO A, ARRHENIUS E. Effects of triethyllead chloride on hepatic microsomal N- and Coxygenation of N,Ndimethylaniline in rats. Toxicol Appl Pharmacol 1984; 74: 357-363.
[87] OUYANG H, VOGEL HJ. Metal ion binding to calmodulin: NMR and fluorescence studies.
Biometals 1998; 11: 213–222.
[88] PADANILAM BJ. Cell death induced by acute renal injury: a perspective on the contributions of
apoptosis and necrosis. Am J Physiol Renal Physiol 2003; 284: F608-F627.
[89] PAN T, UHLENBECK OC. A small metalloribozyme with a two-step mechanism. Nature 1992; 358:
560-563.
[90] PAN T, UHLENBECK OC. In Vitro Selection of RNAs That Undergo Autolytic Cleavage with Pb 2+.
Biochemistry 1992; 31: 3887-3895.
[91] PATOČKA J, ČERNÝ K. Inorganic lead toxicology. Acta Medica (Hradec Králové) 2003; 46: 65–72.
[92] PATOČKA J. Organic lead toxicology. Acta Med (Hradec Králové) 2008; 51: 209-213.
[93] PATRA RC, RAUTRAY AK, SWARUP D. Oxidative Stress in Lead and Cadmium Toxicity and Its
Amelioration. Vet Med Int 2011; 2011: 457327.
245
[94] PENNYPACKER KR, XIAO Y, XU RH, HARRY GJ. Lead-induced developmental changes in AP-1
DNA binding in rat brain. Int J Dev Neurosci 1997; 15: 321-328.
[95] PERRY DK, SMYTH MJ, STENNICKE HR, SALVESEN GS, DURIEZ P, POIRIER GG, HANNUN
YA. Zinc is a potent inhibitor of the apoptotic protease, caspase 3. J Biol Chem 1997; 272: 1853018533.
[96] POTULA V, HENDERSON A, KAYE W. Calcitropic hormones, bone turnover, and lead exposure
among female smelter workers. Arch Environ Occup Health 2005; 60: 195-204.
[97] RAJARAMAN P, STEWART PA, SAMET JM, SCHWARTZ BS, LINET MS, ZAHM SH,
ROTHMAN N, YEAGER M, FINE HA, BLACK PM, LOEFFLER J, SHAPIRO WR, SELKER RG,
INSKIP PD. Lead, genetic susceptibility, and risk of adult brain tumors. Cancer Epidemiol Biomarkers
Prev 2006; 15: 2514–2520.
[98] RAMESH GT, MANNA SK, AGGARWAL BB, JADHAV AL. Lead activates nuclear transcription
factor-kappaB, activator protein-1, and amino-terminal c-Jun kinase in pheochromocytoma cells.
Toxicol Appl Pharmacol 1999; 155: 280-286.
[99] RAZMIAFSHARI M, KAO J, D’AVIGNON A, ZAWIA NH. NMR identification of heavy metalbinding sites in a synthetic zinc finger peptide: toxicological implications for the interactions of
xenobiotic metals with zinc finger proteins. Toxicol Appl Pharmacol 2001; 171: 1-10.
[100] RICHARDT G, FEDEROLF G, HABERMANN E. Affinity of heavy metal ions to intracellular Ca 2+binding proteins. Biochem Pharmacol 1986; 35: 1331-1335.
[101] RIYAZ BASHA MD, WEI W, BRYDIE M, RAZMIAFSHARI M, ZAWIA NH. Lead-induced
developmental perturbations in hippocampal Sp1 DNA-binding are prevented by zinc
supplementation: in vivo evidence for Pb and Zn competition Int J Dev Neuroscience 2003; 21: 1-12.
[102] RODAMILANS M, OSABA MJ, TO-FIGUERAS J, RIVERA FILLAT F, MARQUES JM, PÉREZ P,
CORBELLA J. Lead toxicity on endocrine testicular function in an occupationally exposed population.
Hum Toxicol 1988; (2): 125-128.
[103] RONIS MJ, BADGER TM, SHEMA SJ, ROBERSON PK, SHAIKH F. Reproductive toxicity and
growth effects in rats exposed to lead at different periods during development. Toxicol Appl
Pharmacol 1996; 136: 361-371.
[104] ROSEN JF, CHESNEY RW, HAMSTRA A, DELUCA HF, MAHAFFEY KR. Reduction in 1,25dihydroxyvitamin D in children with increased lead absorption. N Engl J Med 1980; 302: 1128-31.
[105] RUBIN JR, SUNDARALINGAM M. Lead ion binding and RNA chain hydrolysis in phenylalanine
tRNA. J Biomol Struct Dyn 1983; 1: 639-646.
[106] SABOLIĆ I. Common mechamisms in nephropathy induced by toxic metals. Nephron Physiol 2006;
104: 107-114.
[107] SCHOBER SE, MIREL LB, GRAUBARD BI, BRODY DJ, FLEGAL KM. Blood lead levels and
death from all causes, cardiovascular disease, and cancer: Results from the NHANES III mortality
study. Environ Health Perspect 2006; 114: 1538-1541.
[108] SELVÍN-TESTA A, LOPEZ-COSTA JJ, NESSI DE, AVIÑON AC, PECCI SAAVEDRA J. Astroglial
alterations in rat hippocampus during chronic lead exposure. Glia 1991; 4: 384-392.
[109] SHIAU CY, WANG JD, CHEN PC. Decreased fecundity among male lead workers. Occup Environ
Med 2004; 61: 915-923.
[110] SHINOZUKA H, KUBO Y, KATYAL SL, CONI P, LEDDA-COLUMBANO GM, COLUMBANO
A, NAKAMURA T. Roles of growth factors and of tumor necrosis factor-alpha on liver cell
proliferation induced in rats by lead nitrate. Lab Invest 1994; 71: 35-41.
[111] SIMONS TJ. Active transport of lead by the calcium pump in human red cell ghosts. J Physiol 1988;
405: 105-113.
[112] SIMONS TJ. Lead transport and binding by human erythrocytes in vitro. Toxicol Lett 1993; 423: 307313.
[113] SINGH VK, MISHRA KP, RANI R, YADAV VS, AWASTHI SK, GARG SK. Immunomodulation
by Lead. Immunol Res 2003; 28/2: 151–165.
[114] STAESSEN JA, NAWROT T, HOND ED, THIJS L, FAGARD R, HOPPENBROUWERS K,
KOPPEN G, NELEN V, SCHOETERS G, VANDERSCHUEREN D, VAN HECKE E,
VERSCHAEVE L, VLIETINCK R, ROELS HA. Renal function, cytogenetic measurements, and
246
sexual development in adolescents in relation to environmental pollutants: a feasibility study of
biomarkers. Lancet 2001; 357: 1660-1669.
[115] STREICHER B, VON AHSEN U, SCHROEDER R. Lead cleavage sites in the core structure of group
I intron-RNA. Nucleic Acids Res 1993; 21: 3 11-317.
[116] STREICHER B, WESTHOF E, SCHROEDER R. The environment of two metal ions surrounding the
splice site of a group I intron. EMBO J 1996; 15: 2556–2564.
[117] STRÓŻYŃSKA L A. A glutamatergic component of lead toxicity in adult brain: The role of astrocytic
glutamate transporters. Neurochem Int. 2009; 55: 151-156.
[118] STRUŻYŃSKA L, CHALIMONIUK M, SULKOWSKI G. The role of astroglia in Pb-exposed adult
rat brain with respect to glutamate toxicity. Toxicology 2005; 212: 185-194.
[119] STRUŻYŃSKA L, DABROWSKA-BOUTA B, KOZA K, SULKOWSKI G. Inflammation-like glial
response in lead-exposed immature rat brain. Toxicol Sci 2007; 95: 156-162.
[120] STRUZYŃSKA L. The protective role of astroglia in the early period of experimental lead toxicity in
the rat. Acta Neurobiol Exp (Wars). 2000; 60: 167-173.
[121] SUZUKI T, MORIMURA S, DICCIANNI MB, YAMADA R, HOCHI S, HIRABAYASHI M, YUKI
A, NOMURA K, KITAGAWA T, IMAGAWA M, MURAMATSU M. Activation of glutathione
transferase P gene by lead requires glutathione transferase P enhancer I. J Biol Chem 1996; 271: 16261632.
[122] ŚWIĄTEK J, GULANOWSKI B. Some aspects of lead(II) DNA interactions. Acta Biochim Pol 1990;
: 7-20.
[123] TOSCANO CD, GUILARTE TR. Lead neurotoxicity: From exposure to molecular effects. Brain Res
Rev 2005; 49: 529-554.
[124] VANCE MA. Hippocrates and lead poisoning. Am J Health Syst Pharm 2007; 64: 1584–1584.
[125] VAZIRI ND. Pathogenesis of lead-induced hypertension: role of oxidative stress. J Hypertens Suppl
2002; 20: S15–S20.
[126] VIRGOLINI MB, BAUTER MR, WESTON DD, CORY-SLECHTA DA. Permanent alterations in
stress responsivity in female offspring subjected to combined maternal lead exposure and/or stress.
Neurotoxicology 2006; 27: 11-21.
[127] VIRGOLINI MB, CHEN K, WESTON DD, BAUTER MR, CORY-SLECHTA DA. Interactions of
chronic lead exposure and intermittent stress: consequences for brain catecholamine systems and
associated behaviors and HPA axis function. Toxicol Sci. 2005 Oct; 87(2): 469-82.
[128] VYSKOCIL A, FIALA Z, ETTLEROVÁ E, TENJNOROVÁ I. Influence of chronic lead exposure on
hormone levels in developing rats. J Appl Toxicol 1990; 10: 301-302.
[129] WARREN MJ, COOPER JB, WOOD SP, SHOOLINGIN-JORDAN PM. Lead poisoning, haem
synthesis and 5-aminolaevulinic acid dehydratase. Trends Biochem Sci 1998; 23: 217–221.
[130] WEDEKIND JE, MCKAY DB. Crystal structure of the leadzyme at 1.8 Å resolution: Metal ion
binding and the implications for catalytic mechanism and allo site ion regulation. Biochemistry 2003;
42: 9554-9563.
[131] WERNER C, KREBS B, KEITH G, DIRHEIMER G. Specific cleavages of pure tRNAs by plumbous
ions. Biochim Biophys Acta 1976; 432: 161-175.
[132] WESTHOF E, HERMANN T. Leadzyme RNA catalysis. Nat Struct Mol Biol 1999; 6:208-209.
[133] WHITE LD, CORY-SLECHTA DA, GILBERT ME, TIFFANY-CASTIGLIONI E, ZAWIA NH,
VIRGOLINI M, ROSSI-GEORGE A, LASLEY SM, QIAN YC, RIYAZ BASHA M. New and
evolving concepts in the neurotoxicology of lead. Toxicol Appl Pharmacol 2007; 225: 1–27.
[134] WILSON MA, BRUNGER AT. Domain flexibility in the 1.75Å resolution structure of Pb 2+calmodulin. Acta Cryst 2003; D59: 1782–1792.
[135] WILSON MA, BRUNGER AT. The 1.0 Å Crystal Structure of Ca2+-bound Calmodulin: an Analysis
of Disorder and Implications for Functionally Relevant Plasticity. J Mol Biol 2000; 301: 1237-1256.
[136] WINTER D, POLACEK N, HALAMA I, STREICHER B, BARTA A. Lead-catalysed specific
cleavage of ribosomal RNAs. Nucleic Acids Res 1997; 25: 1817-1824.
[137] WITKOWSKI JA, PARISH LC. You’ve come a long way baby: A history of cosmetic lead toxicity.
Clin Dermatol 2001; 19: 367–370.
247
[138] WRIGHT RO, SCHWARTZ J, WRIGHT RJ, BOLLATI V, TARANTINI L, PARK SK, HU H,
SPARROW D, VOKONAS P, BACCARELLI A. Biomarkers of lead exposure and DNA methylation
within retrotransposons. Environ Health Perspect 2010; 118: 790–795.
[139] XU SZ, BULLOCK L, SHAN CJ, CORNELIUS K, RAJANNA B. PKC isoforms were reduced by
lead in the developing rat brain. Int J Dev Neurosci 2005; 23: 53-64.
[140] YAMADA Y, UJIHARA H, SADA H, BAN T. Pb2+ reduces the current from NMDA receptors
expressed in Xenopus oocytes. FEBS Lett 1995; 377: 390–392.
[141] ZACHAREWSKI T. Identification and assessment of endocrine disruptors: limitations of in vivo and
in vitro assays. Environ Health Perspect 1998; 106: 577-582.
[142] ZITO K, HUTTENHOFER A, PACE NR. Lead-catalyzed cleavage of ribonuclease P RNA as a probe
for integrity of tertiary structure. Nucleic Acids Res 1993; 21: 5916-5920.
Redaktor prowadzący –
Otrzymano:
Przyjęto:
Małgorzata Giel-Pietraszuk
Instytut Chemii Bioorganicznej
Polska Akademia Nauk
ul. Noskowskiego 12/14, 61-704 Poznań
e.mail: [email protected]
248

mechanizmy toksyczności ołowiu

Transkrypt

Podobne dokumenty

Dyrektywy 2011/65/UE (RoHS) oraz 2012/19/UE (WEEE)

OZNACZANIE OŁOWIU (II) W ŻYWNOŚCI METODĄ ICP

Pobierz - Medycyna Środowiskowa

Powtórzenie z ciepła 1,Zaznacz i nazwij przejścia fazowe pomiędzy