[Absorption, metabolism and excretion of nicotine in humans] (PDF

[Absorption, metabolism and excretion of nicotine in humans] (PDF

Wchłanianie, przemiany metaboliczne i wydalanie nikotyny u człowieka
Streszczenie
N
ikotyna jest alkaloidem występującym w wielu roślinach z rodziny psiankowatych.
Jest zwykle mieszaniną dwóch izomerów optycznych, z których zdecydowanie dominuje lewoskrętny enancjomer (S). Nikotyna najczęściej przenika do organizmu człowieka,
jako jeden ze składników dymu tytoniowego. Tempo przenikania nikotyny przez błony biologiczne wzrasta w środowisku alkalicznym. Niemal 90% nikotyny pobranej przez organizm
człowieka metabolizowane jest w wątrobie. Nikotyna może również być metabolizowana
w nerkach, płucach, mózgu oraz błonach śluzowych dróg oddechowych. Nikotyna w organizmie człowieka ulega bardzo skomplikowanym przemianom. Kluczową rolę w metabolizmie nikotyny odgrywają oksydazy cytochromu P450 (przede wszystkim ich forma CYP2A6). Poza nimi w procesie rozkładu nikotyny zaangażowane są transferazy urydynodifosfoglukuronowe, cytosolowe oksydazy aldehydowe, N-metylotransferazy aminowe oraz monooksygenazy flawinowe typu 3. Zidentyfikowano sześć głównych metabolitów nikotyny,
spośród których procentowo najliczniejszym jest kotynina. Z niej powstaje trans-3’-hydroksykotynina, związek wydalany przede wszystkim wraz z moczem. Na tempo metabolizmu
nikotyny ma wpływ zróżnicowana aktywność polimorficznych enzymów uczestniczących w
jej przemianach, dieta, płeć oraz stan fizjologiczny organizmu.
Wprowadzenie
Nikotyna jest organicznym związkiem chemicznym z grupy alkaloidów pirydynowych zawartym przede wszystkim w różnych gatunkach tytoniu oraz innych roślin z rodziny psiankowatych (Solanaceae), takich jak ziemniaki, pomidory, papryka czy bakłażan. Suche liście tytoniu szlachetnego Nicotiana tabacum zawierają od 2 do 8% nikotyny, natomiast tytoń indiański („dziki tytoń”) Nicotiana
rustica może zawierać nawet do 18% tego alkaloidu [1,2]. Nikotyna została wyizolowana po raz pierwszy w 1828 r. [3]. Struktura nikotyny, 3-(1-metylo-2-pirolidyno) pirydyna, C10H14N2, została zaproponowana w 1892 roku i potwierdzona
w 1895 roku w wyniku syntezy [3]. Czysta nikotyna to klarowny płyn o charakterystycznym, intensywnym zapachu, brunatniejący na powietrzu [1]. Nikotyna
może występować w postaci wolnej zasady lub jako sól dwuchlorowodorkowa,
salicylowa, siarczanowa lub dwuwinianowa. Szczegółowy opis właściwości fizyko-chemicznych nikotyny można odnaleźć w opracowaniu O’Neil i wsp. [1].
Hydrofobowe właściwości pirydyny i pierścienia pirolidynowego w cząsteczce
nikotyny nadają jej niską polarność, co powoduje dobrą rozpuszczalność tego
alkaloidu w lipidach.
Robert Sobkowiak
Andrzej Lesicki
Zakład Biologii Komórki, Instytut Biologii Eksperymentalnej, Uniwersytet im. Adama Mickiewicza, Poznań
Zakład Biologii Komórki, Instytut Biologii
Eksperymentalnej, Uniwersytet im. Adama
Mickiewicza, ul. Umultowska 89, 61-614 Poznań; tel.: (61) 829 58 22, e-mail: robsob@amu.
edu.pl

Artykuł otrzymano 3 lipca 2012 r.
Artykuł zaakceptowano 11 września 2012 r.
Słowa kluczowe: nikotyna, kotynina, metabolizm, wchłanianie, wydalanie, enancjomer,
cytochrom P450
Wykaz skrótów: CYP (ang. cytochrome P450
oxidase) — oksydaza cytochromu P450; CYP2A6, CYP2B6, CYP2E1, CYP3A4 — odmiany
oksydazy cytochromu P450; FMO (ang. flavin
containing monooxygenase 3) — monooksygenaza flawinowa; UGT (ang. uridine diphosphate
glucuronosyltransferase) — transferaza urydynodifosfoglukuronowa
Nikotyna jest aminą zbudowaną z dwóch pierścieni heterocyklicznych, pirydyny i pirolidyny, której atom węgla w pozycji 2 stanowi centrum chiralne [3,4].
Stąd występują dwa izomery optyczne (enancjomery) nikotyny, które skręcają
światło spolaryzowane w przeciwnych kierunkach (Ryc. 1) [3]. Poza tym większość własności fizycznych oraz chemicznych dla obu enancjomerów jest niemal
identyczna. Szczegółowe informacje można znaleźć w bazach danych np. PubChem (http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov) lub Chemical Entities of Biological
Interest (ChEBI) (http://www.ebi.ac.uk/chebi). W przypadku nikotyny naturalny produkt jest zdominowany przez lewoskrętny enancjomer (S) (ChEBI:17688)
tradycyjnie nazywany L- lub (-)-nikotyną, natomiast zawartość prawoskrętnego
(R)-enancjomeru
nikotyny (określanego również jako
D- lub (+)-nikotyna, ChEBI:39162)
zwykle nie przekracza kilku procent.
Rycina 1. Enancjomery nikotyny. A) (S)-nikotyna B) (R)-nikotyna
Postępy Biochemii 59 (1) 2013
Zmiany
wywołują
pH
szereg
33
Rycina 2. Strukturalne przekształcenia (S)-nikotyny wywołane zmianami pH środowiska. A) możliwe struktury cząsteczkowe (S)-nikotyny. B) zmiany energii swobodnej
oraz stałe dysocjacji poszczególnych form (S)-nikotyny, pKa — ujemny logarytm dziesiętny ze stałej dysocjacji (Ka); ΔG — zmiana energii swobodnej; k — szybkość reakcji.
Na podstawie (B) [5] oraz (A) [6], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Chemicznego (copyright 2005, 2011).
zmian struktury cząsteczkowej nikotyny. Równowaga termodynamiczna pomiędzy poszczególnymi strukturami
molekularnymi nikotyny ustala się samorzutnie zgodnie z
prawami termodynamiki (Ryc. 2) [5].
Znaczący postęp w badaniach nad metabolizmem nikotyny, obserwowany od końca lat osiemdziesiątych ubiegłego wieku, związany był z udoskonaleniem metod oczyszczania enzymów i uzyskiwania wysoce specyficznych przeciwciał, a także z rozwojem technik immunochemicznych i
biochemicznych oraz z upowszechnieniem wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC). Przemiany nikotyny
w organizmach żywych obejmują wiele skomplikowanych
procesów, które rozpoczynają się tuż po przedostaniu się
alkaloidu do organizmu poprzez błony komórkowe. Celem
niniejszej pracy jest przedstawienie farmakokinetyki nikotyny, ze szczególnym uwzględnieniem jej metabolizmu
oraz czynników mogących wpływać na omawiane procesy.
Wchłanianie nikotyny
Przypuszcza się, że przenikalność przez błonę komórkową, wynikająca z dobrej rozpuszczalności w jej lipidowych warstwach, jest taka sama w przypadku różnych
enancjomerów nikotyny [4], natomiast tempo przenikania
nikotyny poprzez błonę jest zależne od jej stężenia oraz pH
środowiska [4,7]. Maleje wraz ze wzrostem stężenia nikotyny, jednak jej transport przez błonę nie polega tylko na
prostej dyfuzji. Badania, w których wykazano, że nikotyna
hamuje przenoszenie kationów organicznych przez transportery należące do rodziny OCT (ang. organic cation transporter) i OCTN (ang. organic cation/carnitine transporter) [8,9],
sugerują, że nikotyna może być transportowana przez tego
rodzaju przenośniki [9,10]. Przepuszczalność błony komórkowej dla nikotyny rośnie wraz ze wzrostem pH (w zakresie pH 5,5–8,1) [7,11,12], gdyż nikotyna jako słaba zasada w
środowisku o obniżonej zawartości H+ (zasadowym) staje
się cząsteczką niezjonizowaną i dlatego łatwiej przenika
przez niepolarną błonę komórkową. Obecność w cząstecz-
34
ce nikotyny grupy pirolidinowej oraz azotu pirydynowego
decyduje o jej dwuzasadowym charakterze.
Nikotyna najczęściej przenika do organizmu człowieka,
jako jeden ze składników dymu papierosowego. Wydajność
absorpcji nikotyny w pęcherzykach płucnych zależy od jej
stężenia w dymie. Jednak tylko 10% nikotyny zawartej w
dymie przyswajanych jest przez organizm człowieka [13].
Jeden papieros zawiera około 1-2% nikotyny (ok. 0,8-1,9
mg) [13]. Przy średniej wadze człowieka 70 kg jeden papieros dostarcza nikotyny w dawce około 10-30 µg/kg masy
ciała. W obrębie pęcherzyków płucnych pH wynosi około
7,4, a w tych warunkach około 31% nikotyny jest w formie
niezjonizowanej. Nikotyna z łatwością przedostaje się przez
błonę komórkową pneumocytów i dalej do krwiobiegu [4].
Wchłanianie nikotyny może także zachodzić poprzez
błonę śluzową jamy ustnej lub nosa (np. nie tylko podczas
palenia, ale też żucia tytoniu lub zażywania tabaki). Szybkość oraz ilość wchłoniętej nikotyny zależy od rodzaju zażywanego środka zawierającego ten alkaloid oraz od sposobu
jego podawania [10,14-16]. Po eksperymentalnym podaniu
nikotyny przez błonę śluzową nosa, obserwowano wzrost
jej poziomu we krwi prawie tak szybki, jak po wypaleniu
papierosa [4]. W przeciwieństwie do dymu papierosowego, który zwykle ma kwaśne pH (ok. 5,5), dym pochodzący z cygar, a także tytoń do żucia, tabaka i nikotynizowane
gumy do żucia są łagodnie zasadowe. Ich producenci wprowadzają buforujące dodatki, takie jak amoniak, podnoszące
ich pH do ok. 8,5, zwiększając tym samym siłę działania tej
samej dawki nikotyny, by przy wyższym pH była wydajniej
wchłaniana do organizmu [15,17]. Efekt ten nie został jednoznacznie potwierdzony, bowiem kwaśny lub zasadowy
odczyn dymu papierosowego lub cygar może być neutralizowany przez buforujące właściwości płynu pokrywającego nabłonek oddechowy pęcherzyków płucnych [17,18].
Wchłanianie nikotyny przez błonę śluzową jamy ustnej jest
ułatwione, bo w zasadowym pH, jak już wspomniano, jest
ona w dużej mierze niezjonizowana. Tempo wzrostu stężenia nikotyny we krwi podczas żucia tytoniu lub nikotyniwww.postepybiochemii.pl
zowanej gumy jest wolniejsze niż w przypadku palenia papierosów, chociaż osiągana w końcu maksymalna wartość
stężenia związku we krwi jest zbliżona [10], a podwyższone
stężenie we krwi utrzymuje się dłużej [14].
Absorpcja nikotyny w dalszych odcinkach układu pokarmowego jest silnie uzależniona od panującego w nich pH
[19]. Nikotyna połykana ze śliną, w kwaśnym środowisku
soku żołądkowego, przekracza błony bardzo wolno, gdyż
znaczna część cząsteczek nikotyny jest silnie zjonizowana
[3,10]. W ciągu 15 min przy pH 1 absorbowane jest jedynie
3% połkniętej nikotyny [19]. Dobrze natomiast wchłaniana
jest w jelicie cienkim, które ma lekko zasadowe pH i dużą
powierzchnię absorpcji [4].
Duże ilości nikotyny mogą być wprowadzane do organizmu człowieka w trakcie nikotynowych terapii zastępczych, w których stosuje się gumy do żucia lub naklejane
na skórę plastry nikotynowe [13]. Do absorpcji nikotyny
przez skórę może także dochodzić podczas ręcznego zbioru
liści tytoniu. Kolejnym miejscem wnikania nikotyny do
organizmu człowieka może być pęcherz moczowy [3], z którego wchłaniana jest zwrotnie, a tempo wchłaniania zależy
od pH moczu. Przenikanie nikotyny przez błonę śluzową
pęcherza moczowego zwiększa się, gdy alkaloid jest niezjonizowany, czyli wtedy, kiedy pH moczu mieści się w granicach 8,0 do 9,0. Nikotyna nie ulega resorpcji z moczu, gdy
pH moczu jest poniżej 6,0.
Nikotyna po pokonaniu powłok ciała wraz z krwią rozprowadzana jest po całym organizmie, gdzie poprzez błony
plazmatyczne wnika do komórek. Wykazano, że stężenie
nikotyny w osoczu biernych palaczy wynosi około 2,5-8,0
ng/ml, podczas gdy poziom nikotyny w osoczu u osób palących wynosi 30-40 ng/ml [13,15]. W fizjologicznym pH
krwi (ok. 7,4) nikotyna w 69% jest zjonizowana. Ocenia się,
że około 5 % nikotyny wiąże się z albuminami osocza [14]
lub innymi białkami krwi (do 20 %) [19]. Maksymalne stężenie nikotyny w krwi tętniczej palacza tuż po wypaleniu
papierosa może wynosić nawet 100 ng/ml (0,6 µM) [13]. Po
około 20 minutach stężenie nikotyny we krwi szybko spada
w wyniku przenikania nikotyny do tkanek. W ciągu 8-20
sekund nikotyna dociera do mózgu, gdzie łatwo przenika
przez barierę krew-mózg i wnika wydajnie do komórek
nerwowych [1,17]. Akumulacja nikotyny w innych tkankach zachodzi w różnym stopniu [18]. Najwyższe powinowactwo do nikotyny wykazują: wątroba, nerki, śledziona i
płuca, a najniższe tkanka tłuszczowa. Poziom nikotyny w
mięśniach szkieletowych jest podobny jak we krwi. Akumulację nikotyny obserwuje się również w komórkach zawierających melaninę np. w melanocytach [20]. Nikotyna
łatwo pokonuje też łożysko, jej stężenie w krwi pępowinowej wynosi od 0,5 do 25 ng/ml, wnika do krwi płodu oraz
do płynu owodniowego, gdzie jej stężenie może się wahać
w zakresie 1,5 do 23 ng/ml [13,19]. Koncentracja nikotyny
w mleku palącej tytoń matki jest około 3 krotnie większa
niż we krwi [13]. Stężenie nikotyny w płynie pozakomórkowym poszczególnych tkanek, może znacznie się różnić od
stężenia wewnątrz komórek.
Postępy Biochemii 59 (1) 2013
Biologiczne właściwości
enancjomerów nikotyny
Działanie nikotyny intensywnie badano w warunkach
zarówno in vitro, jak i in vivo na organizmach zwierząt, a
także człowieka. Pojawienie się nikotyny w organizmie wywołuje przyspieszenie tętna oraz wzrost ciśnienia krwi, prowadzi do podwyższenia poziomu wolnych kwasów tłuszczowych, glukozy oraz katecholamin [3]. Silne działanie nikotyny zaobserwowano także na poziomie komórkowym,
głównie poprzez receptory nikotynowe [3,21,22].
Liczne badania wykazały, że działanie farmakologiczne (R)-nikotyny, choć jakościowo podobne, jest ilościowo
słabsze niż (S)-nikotyny. Prawie identyczne właściwości
fizykochemiczne obu enancjomerów skutkują jednakową
kinetyką wchłaniania S-nikotyny i R-nikotyny, niezależną
od sposobu podania alkaloidu do organizmu. Jednak oba
enancjomery wykazują odmienne powinowactwo do różnych tkanek i narządów. Różnice te najprawdopodobniej
wynikają z obecności różnych receptorów acetylocholinergicznych wiążących nikotynę w błonach komórkowych
określonych typów komórek [21] oraz z aktywacji charakterystycznych dla nich szlaków metabolicznych, w których
uczestniczą białka wykazujące powinowactwo do nikotyny.
Wydaje się, że czynniki te decydują o różnej cytotoksyczności obu enancjomerów [3,4].
Badania przeprowadzone in vivo na mózgach szczurów
z wykorzystaniem znakowanych trytem lub węglem C14
izomerów nikotyny sugerują, że obydwie formy nikotyny
mogą wiązać się do różnych typów receptorów nikotynowych [4,23]. Szacuje się, że średnie powinowactwo (R)-nikotyny do receptorów N-acetylocholinergicznych jest około
dziesięć razy mniejsze niż (S)-nikotyny, jednak sposób wiązania (R)-nikotyny i (S)-nikotyny przez receptory cholinergiczne typu N może się różnić tylko nieznacznie [4].
W trakcie wieloletnich badań okazało się, że enancjomery
nikotyny wykazują zróżnicowaną aktywność biologiczną
[3]. Ostra toksyczność i działanie farmakologiczne (R)-nikotyny zostały zbadane tylko na kilku gatunkach zwierząt.
Porównawczo analizowano także działanie (S)-nikotyny.
Dawka nikotyny, obliczana w miligramach na kilogram
masy ciała, potrzebna do uśmiercenia 50% badanej populacji (LD50) po podawaniu dożylnym (R)-nikotyny jest około
18 razy większa (6,15 mg/kg) niż (S)-nikotyny (0,33 mg/kg)
[3,23]. Różnice w farmakologicznej aktywności izomerów
nikotyny zaobserwowano u małp w zapisie fal mózgowych
(EEG), ciśnieniu krwi, częstości akcji serca, skurczu komórek gładkich jelita cienkiego i innych [23]. Badania behawioralne wykazały, że subiektywne hedonistyczne efekty
odczuwane przez palaczy wywołane przez (R)-nikotynę są
porównywalne do tych wywołanych przez (S)-nikotynę [4].
Metabolity nikotyny
Nikotyna pobierana przez nabłonek oddechowy pęcherzyków płucnych, przez błonę śluzową nosa i jamy ustnej
oraz przez skórę lub wchłaniana zwrotnie z moczu trafia
bezpośrednio do krążenia i za jego pośrednictwem do poszczególnych narządów, w tym do wątroby. Natomiast ni-
35
Rycina 3. Kluczowe enzymy biorące udział w metabolizmie nikotyny: oksydaza cytochromu P450 (CYP), transferaza urydynodifosfoglukuronowa (UGT), oksydaza
aldehydowa, N–metylotransferaza aminowa, monooksygenaza flawinowa 3 (FMO). Na podstawie [10], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Farmakologii i Terapii
Eksperymentalnej (copyright 2005).
kotyna wchłonięta w jelitach przenika do żylnego krążenia
wrotnego, skąd bezpośrednio trafia do wątroby i tylko w
niewielkim stopniu do pozostałych narządów [3,4].
Wątroba jest głównym miejscem przemian nikotyny
w organizmie człowieka, bo blisko 90% zaabsorbowanej
nikotyny jest metabolizowane w komórkach wątroby, hepatocytach [19]. Szlaki przemian metabolicznych nikotyny
wykazują duży stopień złożoności [3,10,14,24,25]. Pomimo
stosunkowo prostej budowy chemicznej nikotyna w organizmie człowieka ulega bardzo skomplikowanym przemianom (Ryc. 3, Tab. 1). Nikotyna po przedostaniu się do
wnętrza hepatocytu, tak jak inne ksenobiotyki, podlega
procesom metabolicznym prowadzącym do jej unieszkodliwienia, zwiększenia rozpuszczalności i w konsekwencji wydalenia. Cząsteczka nikotyny w swojej strukturze zawiera
pierścień aromatyczny, alifatyczny węgiel oraz dwa atomy
azotu. Istnieje zatem szereg miejsc, gdzie cząsteczka nikotyny może ulec reakcji utlenienia i koniugacji [3,10]. W czasie
kilkudziesięcioletnich badań nad detoksykacją nikotyny zidentyfikowano wiele jej metabolitów wtórnych. Często stosowano różne nazwy dla tej samej pochodnej. Najczęściej
używane alternatywne nazwy nikotyny oraz wielu jej metabolitów podano w tabeli 1.
W wątrobie nikotyna przekształcana jest do kilku związków (Ryc. 3). Zidentyfikowano sześć głównych produktów
przemian nikotyny [3,10,14,25]. Kluczową rolę w metabolizmie nikotyny, podobnie jak innych ksenobiotyków, odgrywają oksydazy cytochromu P450 (CYP) [26]. Jedną z form
tych oksydaz jest enzym określany jako CYP2A6, który
przeprowadza reakcje: 5’-hydroksylacji, 2’-hydroksylacji i
N-demetylacji (Ryc. 3).
36
Ilościowo najważniejszym metabolitem nikotyny u
większości gatunków ssaków jest jej pochodna laktamowa, kotynina (Ryc. 3 i 4). U ludzi około 70-80% nikotyny
przekształcana jest do kotyniny. Proponowany mechanizm
przekształcenia nikotyny do kotyniny polega na jej hydroksylacji przez enzymy mikrosomalne hepatocytów, następnie konwersji do odpowiedniego aldehydu oraz produkcji
kotyniny przez enzymy cytoplazmatyczne (Ryc. 3). W proponowanym mechanizmie transformacji nikotyny w kotyninę wyróżnić można kilka etapów. Pierwszy z nich katalizuje jedna z oksydaz cytochromu P450, określana obecnie
jako CYP2A6 (dawniej nazywana hydroksylazą kumarynową). W wyniku tej reakcji 5’-hydroksylacji z nikotyny powstaje jon Δ1’(5’) iminowy nikotyny (Ryc. 3) oraz pozostająca
z nim w równowadze 5’-hydroksynikotyna [27]. W drugim
etapie jest zaangażowana cytoplazmatyczna oksydaza aldehydowa. Substratem dla niej jest jon Δ1’(5’)iminowy nikotyny,
który wykazuje silne właściwości alkilacyjne, mogące odgrywać istotną rolę w farmakokinetyce nikotyny [3,14]. Zazwyczaj proces metabolizmu ksenobiotyków po utlenieniu
przez oksydazę cytochromu P450 obejmuje etap koniugacji
ze związkiem wprowadzającym do metabolizowanego ksenobiotyka polarne grupy funkcyjne. W tym etapie bardzo
często dochodzi do sprzężenia ksenobiotyku z kwasem glukuronowym albo grupami tiolowymi glutationu bądź cysteiny [23]. Jednakże, w niektórych przypadkach, w procesie eliminacji ksenobiotyków, mogą powstawać reaktywne
półprodukty o właściwościach toksycznych lub rakotwórczych [23].
Przyjmuje się, że mechanizm reakcji prowadzonej przez
oksydazę cytochromu P450 polega na utlenieniu węgla trzeciorzędowej aminy w pozycji α. Cytochrom P450 katalizuje przeniesienie elektronu z niezwiązanej pary elektronów
www.postepybiochemii.pl
Tabela 1. Niektóre często używane alternatywne nazwy nikotyny oraz jej metabolitów (na podstawie [1,6,10,14,24,37,38]).
Polska nazwa związku
Angielska nazwa związku
Alternatywna nazwa w języku angielskim
nikotyna
nicotine
(54-11-5)a
(S)-nicotine
(–)-nicotine
l-nicotine
3-(1-methyl-2-pyrrolidinyl)pyridine
CAb: pyridine, 3-[(2S)-1-methyl-2-pyrrolidinyl]-
kotynina
cotinine
(486-56-6)
(S)-cotinine
(–)-cotinine
1-methyl-5-(3-pyridinyl)-2-pyrrolidinone
CA: 2-pyrrolidinone, 1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (5S)-
trans-3’-hydroksykotynina
trans-3’-hydroxycotinine
(34834-67-8)
hydroxycotinine
3’-hydroxycotinine
3-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-2-pyrrolidinone
CA: 2-pyrrolidinone, 3-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (3R,5S)-
nicotine N’-oxide
(491-26-9; trans: 51095-86-4)
nicotine 1’-oxide
nicotine 1’-N-oxide
1’(S)-2’(S)-trans-nicotine-N’-oxide
CA: pyridine, 3-[(2S)-1-methyl-1-oxido-2-pyrrolidinyl]trans, CA: pyridine, 3-[(1S,2S)-1-methyl-1-oxido-2-pyrrolidinyl]-
nornicotine
(S-Isomer: 494-97-3;
Racemic: 5746-86-1)
S-isomer: (–)-nornicotine
l-nornicotine
S-isomer, CA: pyridine, 3-(2S)-2-pyrrolidinylracemic: (±)-nornicotine
(RS)-nornicotine
racemic, CA: pyridine, 3-(2-pyrrolidinyl)-
norkotynina
norcotinine
(S-isomer: 5980-06-3;
racemic: 17708-87-1)
demethylcotinine
S-isomer: (–)-demethylcotinine
S-(–)-norcotinine
S-isomer, CA: 2-pyrrolidinone, 5-(3-pyridinyl)-, (5S)racemic: (±)-demethylcotinine
(±)-Norcotinine
(RS)-Norcotinine
racemic, CA: 2-Pyrrolidinone, 5-(3-pyridinyl)-
N-tlenek kotyniny
cotinine N-oxide
(36508-80-2)
CA: 2-pyrrolidinone, 1-methyl-5-(1-oxido-3-pyridinyl)-, (5S)-
5-hydroksykotynina
5’-hydroxycotinine
(Racemic: 75919-050; 5_(R): 61192-50-5)
allohydroxycotinine
racemic, CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)5’(R), CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (5R)-
4-okso-4-(3-pirydylo)-Nmetylobutanamid
4-oxo-4-(3-pyridyl)-Nmethylbutanamide
(713-05-3)
γ-(3-Pyridyl)-γ-oxo-N-methylbutyramide
CA: 3-pyridinebutanamide, N-methyl-γ-oxo-
5’-hydroksynorkotynina
5’-hydroxynorcotinine
(118995-82-7)
allohydroxynorcotinine
CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-5-(3-pyridinyl)-
4-okso-4-(3-pirydylo)-butanamid
4-oxo-4-(3-pyridyl)-butanamide
(61192-49-2)
4-(3-pyridyl)-4-oxobutyramide
CA: 3-pyridinebutanamide, γ-oxo-
kwas 4-okso-4-(3pirydylo)- butanowy
4-oxo-4-(3-pyridyl)butanoic acid
(4192-31-8)
γ-(3-pyridyl)-γ-oxobutyric acid
4-(3-pyridyl)-4-oxobutyric acid
CA: 3-pyridinebutanoic acid, γ-oxo-
kwas 4-hydroksy-4-(3pirydylo)- butanowy
4-hydroxy-4-(3-pyridyl)
butanoic acid
(15569-97-8)
γ-(3-pyridyl)-γ-hydroxybutyric acid
4-(3-pyridyl)-4-hydroxybutyric acid
CA: 3-pyridinebutanoic acid, γ-hydroxy-
jon izometoniowy nikotyny
nicotine isomethonium ion
(21446-46-8)
N-methylnicotinium ion
CA: pyridinium, 1-methyl-3-[(2S)-1-methyl-2-pyrrolidinyl]-, iodide
jon metoniowy kotyniny
cotinine methonium ion
(33952-07-7)
N-methylcotininium ion
CA: pyridinium, 1-methyl-3-(1-methyl-5oxo-2-pyrrolidinyl)-, iodide, (S)-
N-glukuronid nikotyny
nicotine N-glucuronide
N-glukuronid kotyniny
cotinine N-glucuronide
O-glukuronid trans-3’hydroksykotyniny
trans-3’-hydroxycotinine
O-glucuronide
N-tlenek nikotyny
nornikotynina
a — w nawiasie podano nr katalogowy w rejestrze Chemical Abstracts
b — CA, nazwa w indeksie bazy danych Chemical Abstracts
Postępy Biochemii 59 (1) 2013
37
azotu na mający niedobór elektronów atom tlenu związany
z hemem. W przypadku nikotyny szlak ten prowadzi do
powstania produktu pośredniego — aminiowego rodnika
kationowego [23]. Ulega on kolejnemu jednoelektronowemu utlenieniu, co prowadzi do odłączenia atomu wodoru
od węgla 5’ lub 2’ albo ewentualne tworzenie z grupy N-metylowej odpowiednich kationów iminowych [23]. Porównanie energii swobodnych aktywacji reakcji ujawniło,
że 5’-hydroksylacja jest znacząco faworyzowana względem
reakcji N-demetylacji w stosunku 18:1 [28]. Oksydacyjna N-demetylacja jest często istotnym etapem metabolizmu wie-
lu ksenobiotyków. Jednak w przemianach nikotyny u człowieka proces ten nie odgrywa znaczącej roli [10].
Inny szlak, w którym zaangażowana jest oksydaza cytochromu P450, prowadzi na drodze 2’-hydroksylacji do
powstania 2’-hydroksynikotyny (Ryc. 3) [29]. Związek ten
może ulegać konwersji w jon Δ1’(5’) iminowy nikotyny, ale
zwykle zapoczątkowuje ciąg reakcji, w wyniku których powstaje 4-(metyloamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon (Ryc. 4). Z
kolei 4-(metyloamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon przekształcany jest w kwas 4-okso-4-(3-pirydylo)-butanowy, a ten w
Rycina 4. Szlaki metaboliczne nikotyny. Na podstawie [10], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Farmakologii i Terapii Eksperymentalnej (copyright 2005).
38
www.postepybiochemii.pl
kwas 4-hydroksy-4-(3-pirydylo)-butanowy, pozostający w
równowadze z 5-(3-pirydylo)-tetrahydrofuranem-2-on.
U człowieka enzym CYP2A6 katalizuje również powstawanie norkotyniny i 5’-hydroksykotyniny z kotyniny
(Ryc. 4) [10]. Z 5’-hydroksykotyniny syntetyzowany jest
4-okso-4-(3-pirydylo)-N-metylobutanamid. Jest on prawdopodobnie prekursorem wielu metabolitów nikotyny,
pochodnych powstających w wyniku degradacji pierścienia pirolidyny. Należą do nich ketokwas 4-okso-4-(3-pirydylo)-butanowy i produkty jego redukcji, kolejno kwas
4-hydroxy-4-(3-pirydylo)-butanowy, hydroksykwas, który
pozostaje w równowadze z laktonem 5-(3-pirydylo)-tetrahydrofuranu oraz kwasem 3-pirydylooctowym. Ostatnie z
wymienionych związków określa się mianem terminalnych
metabolitów nikotyny, które nie podlegają dalszym przemianom. Jak wspomniano wcześniej, metabolity te są prawdopodobnie syntetyzowane jednak przede wszystkim na
drodze 2’-hydroksylacji nikotyny (Ryc. 4) [29]. Modelowanie
molekularnego oddziaływania nikotyny z centrum aktywnym CYP2A6 wskazuje, że utlenianie enzymatyczne nikotyny przez P450 jest ściśle kontrolowane stereochemiczne.
Wiązania wodorowe oraz oddziaływania π-π orientują nikotynę względem enzymu w ten sposób, że faworyzowane
jest utlenianie alkaloidu w pozycji 5’ (stereo selektywność
na poziomie 89-97%) [6]. Alternatywne szlaki metabolizmu
nikotyny przy udziale cytochromu P450 wymagają rotacji
układu pierścieniowego pirolidyny. Są one mniej korzystne
energetycznie niż tworzenie kotyniny przez 5’-utlenianie
[23,30]. Najmniejsze bariery energii swobodnej obliczone
dla reakcji trans-5’-hydroksylacji oraz cis-5’-hydroksylacji
wynoszą odpowiednio 14,1 i 14,4 kcal/mol [6]. Kalkulacje
przeprowadzone przez Liu i wsp. [11] wskazują, że w reakcji tej powstają trans-5’-hydroksynikotyna i cis-3’-hydroksynikotyna w stosunku ~36:1. Produkty takich reakcji można
zidentyfikować doświadczalnie.
W toku detoksykacji nikotyny przy udziale oksydaz CYP2A6 i CYP2B6 [31] dochodzi do powstawania nornikotyny,
a z niej 4-(3-pirydylo)-4-okso-N-metylobutanamidu. Związki te ulegają dalszym przemianom metabolicznym. Mimo że
energetycznie faworyzowana jest reakcja 5’ hydroksylacji,
nornikotyna i metylobutanamid jako produkty 2’-utleniania, stają się bezpośrednimi prekursorami rakotwórczych
metabolitów nikotyny. Wspomniany wyżej 4-(metyloamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon może być konwertowany
do rakotwórczych NNK (ang. nicotine-derived nitrosamine
ketone, 4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon),
natomiast nornikotyna może być prekursorem karcynogennych NNN (N’-nitrozonornikotyna), które są uważane za
kluczowe w wywoływaniu raka płuc w palaczy [23,29,32].
Oprócz oksydazy cytochromu P450 i oksydazy aldehydowej zaangażowany jest cały szereg innych enzymów biorących udział w metabolizmie nikotyny (Ryc. 3).
N-tlenek nikotyny jest kolejnym podstawowym metabolitem nikotyny, chociaż jedynie 4-7% alkaloidu dostającego się do organizmu jest metabolizowane w ten sposób.
Reakcję przekształcenia nikotyny do jej N-tlenku katalizuje
monooksygenaza flawinowa 3 (FMO3). Produktem reakcji są dwa diastereoizomery N-tlenku nikotyny, tj. izomer
Postępy Biochemii 59 (1) 2013
1’-(R)-2’-(S)-cis oraz izomer 1’-(S)-2’-(S)-trans (Ryc. 3). Szlak
ten u ludzi jest bardziej selektywny i w przeważającej części
powstaje izomer trans [33]. Wydaje się, że N-tlenek nikotyny nie jest dalej metabolizowany. W jelitach może ulegać
jednak ponownej redukcji do nikotyny. Obniżenie poziomu
N-tlenku u ludzi odbywa się za pośrednictwem aktywności
metabolicznej bakterii w jelicie grubym [10].
Poza powyżej opisanymi reakcjami chemicznym polegającymi na utlenianiu pierścienia pirolidyny, nikotyna jest
metabolizowana poprzez dwa nieoksydacyjne szlaki. Jeden
z nich polega na metylacji azotu pirydyny przy udziale enzymu N-metylotransferazy aminowej, w wyniku czego powstaje jon izometoniowy nikotyny. Badania nad szlakami
N-metylacji prowadzone z wykorzystaniem modeli zwierzęcych i ludzkich, wykorzystujące homogenaty wątroby,
wskazały, że S-adenozylo-L-metionina jest źródłem grupy
metylowej w reakcji katalizowanej przez N-metylotransferazę aminową [10]. Wyizolowane z wątroby człowieka
enzymy cytosolowe przeprowadzały metylację obu enancjomerów nikotyny, ale (R)-izomer metylowały szybciej niż
(S)-izomer [10].
Drugim sposobem nieoksydacyjnego metabolizmu nikotyny jest N- i O- glukuronidacja jej pochodnych. Reakcja ta
jest katalizowana przez transferazę urydynodwufosfoglukuronową (UGT), biorącą udział w koniugacji metabolitów
nikotyny z kwasem glukuronowym (Ryc. 3 i 4) [34-36]. W
N-glukuronidację zaangażowane są enzymy UGT2B10,
UGT2B17, UGT1A4 i częściowo UGT1A9 [37-41]. Powstające produkty wykazują większą rozpuszczalność w porównaniu do związków macierzystych. W wyniku przyłączenia reszty cukrowcowej do nikotyny i kotyniny oraz
ich pochodnych powstają N-glukuronidy np. glukuronidy
nikotyny (3-5%), kotyniny (12-17%) i N-tlenku nikotyny
(0,1-0,4%) oraz glukuroniany N-tlenku kotyniny (0,1-0,4%),
kwasu 4-hydroksy-4-(3-pirydylo)-butanowego (0,6-0,7%),
nornikotyny (0,1%) i norkotyniny (0,1%) [10,37]. Natomiast
w przypadku 3’-hydroksykotyniny jej koniugaty to O-glukuronidy. Powstawanie O-glukuronianiu trans-3’-hydroksykotyniny (7-9%) katalizują enzymy UGT2B7 i częściowo
UGT1A9 [14,37,38].
Oba enancjomery nikotyny, z pewnymi tylko wyjątkami,
metabolizowane są w tych samych szlakach biochemicznych
[23]. Różnice energii niektórych wiązań chemicznych, mają
pewien wpływ na zachowanie termodynamiczne enancjomerów. Tempo metabolizmu (R)-nikotyny jest ok. 1,4 razy
szybsze niż (S)-nikotyny. Najprawdopodobniej wynika to z
różnicy w energii swobodnej wiązania obu enancjomerów
(ok. 1,4 kJ/mol wyższa dla (R)-nikotyny) do cytochromu
P450 [6,28]. Na podstawie danych doświadczalnych, teoretycznie wyznaczono najbardziej stabilną konformację
kompleksu substrat-enzym (nikotyna — cytochrom P450),
faworyzującą najszybsze powstanie produktu w obrębie
grupy 5’-metylenowej. Reorientacja tej konformacji doprowadza ostatecznie do powstania innych metabolitów (np.
4-(3-pirydylo)-4-okso-N-metylobutanamidu),
wywołane
różnicą energii swobodnego wiązania (R)-nikotyny i (S)-nikotyny. W rezultacie, w przypadku (R)-nikotyny obserwujemy znacznie niższy poziom toksyczności i rakotwórczości
powstających metabolitów. Biorąc pod uwagę ogólną cyto-
39
toksyczność związku i jego metabolitów, wydaje się, że (R)-nikotyna jest około osiemdziesiąt razy mniej cytotoksyczna
niż (S)-nikotyna [3,23].
U ludzi stwierdzono występowanie kilku różnych metabolitów kotyniny. Należą do nich 3’-hydroksykotynina,
5’-hydroksykotynina (nazywaną także allohydroksykotyniną, występująca w równowadze ze swoją tautomeryczną
pochodną z otwartym pierścieniem 4-okso-4-(3-pirydylo)-N-metylobutanamidem), N-tlenek kotyniny, jon metoniowy kotyniny oraz, wymienione już wcześniej, norkotynina
(nazywaną także demetylokotyniną) i glukuronid kotyniny
(Ryc. 4) [14,42]. Norkotynina może powstawać w dwóch
szlakach: z kotyniny w wyniku jej demetylacji lub procesach metabolizmu oksydacyjnego nornikotyny (Ryc. 4). Badania na zwierzętach wykazały istnienie obu tych ścieżek.
W mikrosomach hepatocytów szczurów norkotynina jest
dalej metabolizowana do pozostających w równowadze
5’-hydroksynorkotyniny (allohydroksydemetylokotyniny)
i 4-okso-4-(3-pirydylo)-butanamidu, który jest następnie
przekształcany do kwasu 4-okso-4-(3-pirydylo)-butanowego. Jego odwodnienie prowadzi do powstania enaminy
Δ2’(3’) norkotyniny [10].
U ludzi przekształcenie kotyniny do 3’-hydroksykotyniny jest wysoce stereospecyficzne z wyraźną preferencją izomeru typu trans [43]. W moczu ludzkim wykrywa się mniej
niż 5% cis-3’-hydroksykotyniny.
Pozawątrobowy metabolizm nikotyny
U zwierząt wykazano, że nikotyna może również być
metabolizowana poza wątrobą w nerkach, płucach, mózgu i błonach śluzowych nosa [10]. Wykorzystując techniki
immunologiczne oraz prowadząc analizę ekspresji mRNA
kodującego enzymy zaangażowane w proces metabolizmu
nikotyny stwierdzono ich obecność (głównie CYP2A) w nabłonku płuc płodów, w nabłonku oskrzeli, w błonach śluzowych nosa, płuc, krtani, przełyku, skóry, naczyń wieńcowych, gruczołów mlecznych, mózgu, jelitach oraz nerkach
[10]. CYP2A13 bierze udział w metabolizmie nikotyny w
drogach oddechowych, zwłaszcza w błonach śluzowych
nosa, natomiast CYP2B6, CYP2D6 i CYP2E1 najprawdopodobniej uczestniczą w metabolizmie nikotyny w mózgu
[10,24,44]. W hepatocytach oksydaza CYP2E1 uczestniczy
również w utlenianiu etanolu [44,45].
Aktywność oksydazy aldehydowej zlokalizowano w
płucach, nerkach i nadnerczach [46]. Pozawątrobową aktywność FMO3 wykazano w mózgu, zwłaszcza w istocie
czarnej [47]. Wysoką aktywność N-metylotransferazy zaobserwowano u człowieka w tarczycy, nadnerczach i płucach
[48]. Aktywność enzymów przeprowadzających reakcje
glukuronidacji (UGT1A4) wykryto w jelicie grubym, żołądku i drogach żółciowych [10]. Najwyższy poziom syntezy
UGT1A9 (odpowiedzialnej bezpośrednio za proces glukuronidacji nikotyny) wykryto w nerkach, jelicie cienkim,
wątrobie, żołądku, przełyku, płucach, jądrach, jajnikach i
gruczołach piersiowych [10]. Pomimo wielonarządowej reprezentacji enzymów, potencjalnie mogących konwertować
nikotynę, u ludzi metabolizm pozawątrobowy tego alkaloidu ma marginalne znaczenie w aspekcie ilościowym.
40
Tempo metabolizmu nikotyny
Obserwuje się znaczną zmienność osobniczą w szybkości
eliminacji nikotyny i kotyniny u ludzi [10,14,24]. Zidentyfikowano liczne przypadki polimorfizmu genów kodujących
enzymy metabolizujące nikotynę i jej pochodne [13,14,24].
Obserwowana duża zmienność osobnicza tempa metabolizmu nikotyny [13,14] może być spowodowana przez jeszcze
dotąd niezidentyfikowane czynniki genetyczne lub być następstwem obecności dodatkowych substancji tzn. aktywatorów lub inhibitorów metabolizmu nikotyny.
Jak już wspomniano kluczowym enzymem w metabolizmie nikotyny i kotyniny jest zlokalizowana w mikrosomach hepatocytów oksydaza cytochromu P450 CYP2A6
[49]. U człowieka zidentyfikowano liczne polimorficzne formy CYP2A6 [21,50,51]. Nomenklaturę ludzkich alleli oksydazy cytochromu P450 można prześledzić w odpowiednich
bazach danych (http://www.cypalleles.ki.se/). Obecność
określonego allozymu CYP2A6 prowadzi do wolniejszego
lub szybszego metabolizmu nikotyny [52]. Brak aktywności
oksydazy CYP2A6 wynika z obecności allozymów CYP2A6
* 2 i * 5, z kolei występowanie allozymów CYP2A6 * 6, * 7,
* 9, * 10, * 11 i * 12 prowadzi jedynie do obniżenia aktywności enzymatycznej. Istnieją jednak sprzeczne opinie na
temat różnic w aktywności metabolicznej tych form oraz ich
związku z występowaniem raka płuc u palaczy [3,10,24]. W
obrębie genów kodujących CYP2B6 zidentyfikowano również kilka alleli, lecz nie wykazano jak do tej pory ich istotnego wpływu na zmiany w tempie metabolizmu nikotyny.
Na ogólną aktywność CYP2A6 wpływ mają czynniki
działające zarówno na poziomie ekspresji genów kodujących oksydazy P450 jak i na etapie regulacji ich aktywności enzymatycznej. Induktory takie jak leki przeciwdrgawkowe, ryfampicyna oraz doustne środki antykoncepcyjne,
poprzez zwiększenie poziomu ekspresji genu kodującego
CYP2A6, przyspieszają metabolizm nikotyny [14,53,54].
Poprzez podniesienie liczby cząsteczek CYP2A6, mogą wyzwalać zapotrzebowanie na zwiększone przyjmowanie nikotyny i utrudniać zerwanie z nałogiem. Inhibitory, obniżając aktywność enzymatyczną CYP2A6, mogą być pomocne
w ograniczeniu palenia. Utlenianie nikotyny do kotyniny
może być hamowane przez kumaryny, które są kompetencyjnym inhibitorem CYP2A6 [10,14]. Mentol jest szeroko
stosowany jako środek zapachowy w żywności, do płukania jamy ustnej, zawarty jest w pastach do zębów oraz papierosach. Wykazano, że palenie papierosów mentolowych
wydłuża okres półtrwania kotyniny u kobiet. Odnotowano
również umiarkowane hamowanie aktywności CYP2A6 w
mikrosomach wątroby człowieka przez mentol i związki
mu pokrewne [10]. Palenie papierosów zawierających mentol hamuje metabolizm nikotyny do kotyniny oraz proces
glukuronidacji nikotyny w porównaniu z paleniem papierosów bez tego dodatku [55]. Sok grejpfrutowy ma silny hamujący wpływ na CYP3A4, co często prowadzi do istotnych
klinicznie oddziaływań [10]. Hamuje on również CYP2A6,
czego dowodem jest spowalnianie metabolizmu kumaryny
in vivo [10]. Z kolei kwas askorbinowy zwiększa wydalanie
kotyniny i nikotyny [3].
Niewiele jest danych na temat polimorfizmu innych genów zawierających informację dla enzymów metabolizmu
www.postepybiochemii.pl
nikotyny. Zaobserwowano go w przypadku genów kodujących FMO3 [13,14]. Konsekwencją obecności polimorficznych form tej monooksygenazy było obniżenie tempa utleniania nikotyny [13,14]. Większość polimorfizmów FMO3
występuje stosunkowo rzadko w populacji ludzkiej.
Szybkość metabolizmu nikotyny zależy od przepływu
krwi przez wątrobę. Przepływ ten zmienia się w wyniku
spożywanych posiłków, wraz z postawą ciała, wykonywaniem ćwiczeń i pobieraniem leków. Czynnikami wpływającymi na tempo metabolizmu nikotyny u ludzi są także:
wiek, płeć, przynależność etniczna oraz stan zdrowia [10,14].
Okres półtrwania nikotyny w organizmie noworodków,
narażonych na wdychanie dymu tytoniowego, jest 3 do 4
razy dłuższy niż u osób dorosłych [10,14]. Wykazano, że
estrogeny mogą indukować ekspresje genów CYP2A6 [56].
U kobiet, które zażywają doustne środki antykoncepcyjne,
tempo metabolizmu nikotyny i kotyniny są odpowiednio o
30% i 33% wyższe, w porównaniu do tych, które nie stosują
takich środków. Dodatkowo, w trakcie ciąży, obserwuje się
wyraźne przyspieszenie metabolizmu zarówno nikotyny
(wzrost o 60%) jak i kotyniny (wzrost o 140%) w porównaniu z poziomem zmierzonym po porodzie [10,14,57]. U
populacji azjatyckich obserwuje się wolniejsze tempo metabolizmu nikotyny niż u populacji europejskich. Przynajmniej częściowo przyczynę tego zjawiska można upatrywać
w występowaniu alleli genu CYP2A6, które fenotypowo objawiają się zmniejszeniem lub brakiem aktywności enzymu
[10,24,58,59]. Nie ma istotnych różnic w tempie metabolizmu
nikotyny między populacją kaukaską a latynoską, jednak u
afroamerykanów metabolizm nikotyny i kotyniny przebiega wolniej niż u grup wymienionych wcześniej [10,14,24].
Przewlekłe palenie zmniejsza szybkość metabolizmu nikotyny, prawdopodobnie przez zmniejszenie ekspresji genu
CYP2A6 [13]. Wiele schorzeń wątroby, takich jak zmiany
wywołane przez alkohol oraz wirusowe zapalenie wątroby
typu A, prowadzi do obniżenia tempa metabolizmu nikotyny związanego ze spadkiem aktywności CYP2A6 [24]. Natomiast infekcja wywołana pasożytniczą motylicą wątrobową
wzmaga aktywność CYP2A6 [10,60].
Wydalanie nikotyny
Ilościowy aspekt wydalanych metabolitów nikotyny został dość dobrze poznany u ludzi (Ryc. 5). Około 90% przyjętej przez organizm dawki nikotyny jest wykrywane w
moczu. Wykazano, że nikotyna może być usuwana także z
kałem (ok. 1-5%), żółcią, śliną, sokiem żołądkowym, potem
i mlekiem [3,10]. Od 8 do 10 % nikotyny wydalane jest przez
nerki w formie niezmienionej (Ryc. 5). Reszta wchłoniętej
przez organizm nikotyny jest w znacznym stopniu zmetabolizowana. Czas połowicznej eliminacji nikotyny z organizmu człowieka wynosi od 100 min (osoby niepalące) do 150
min (palacze).
W nerkach nikotyna jest wydalana na drodze przesączania kłębuszkowego. Stopień wydalania nikotyny zależy
od pH moczu oraz jego wydalanej objętości [10,14]. Klirens
nikotyny zależny jest w wysokim stopniu od wieku, płci,
cech dziedzicznych i stanu zdrowia. Klirens nerkowy dla
nikotyny średnio wynosi około 35 do 90 ml/min [10]. Jak
już wspomniano, w kwaśnym moczu, nikotyna występuje
Postępy Biochemii 59 (1) 2013
głównie w formie zjonizowanej, co minimalizuje zwrotne
wchłanianie kanalikowe. Przy pH moczu równym 4,4 klirens nerkowy może być bardzo wydajny i może wynosić
nawet 600 ml/min, natomiast przy pH 7,0 klirens nerkowy
wynosi ok. 17 ml/min, gdyż znaczna część nikotyny występuje w formie niezjonizowanej, co ułatwia jej zwrotne
wchłanianie [10]. Na podstawie badań z jednoczesnym wlewem nikotyny i kotyniny, udało się ustalić, że chociaż od 70
do 80 % nikotyny u ludzi przekształcane jest do kotyniny, to
jedynie 10-15% wchłoniętej przez palaczy nikotyny pojawia
się w moczu w postaci niezmienionej kotyniny. Okres półtrwania kotyniny wynosi od 770 min do 1130 min [10,13,61]
i dlatego jest doskonałym wskaźnikiem oceny narażenia na
dym tytoniowy u palaczy aktywnych i biernych. Klirens
nerkowy kotyniny jest znacznie niższy niż nikotyny. Kotynina ulega wydajnej resorpcji w kanalikach nerkowych. Na
wydalanie kotyniny w znacznie mniejszym stopniu wpływ
ma kwasowość moczu, ponieważ w fizjologicznym zakresie pH kotynina występuje w formie niezjonizowanej, przez
co łatwo jest resorbowana. Kotynina jest wydalana z moczem w niewielkim stopniu (10-15% nikotyny). Głównym
metabolitem wykrywanym w moczu palaczy jest trans-3’-hydroksykotynina (33-40%, Ryc. 5). Od około 4 do 7% nikotyny jest wydalane w postaci N-tlenku nikotyny, a 3-5%
jako glukuronid nikotyny. Pozostała część to metabolity
wtórne, przede wszystkim glukuronid kotyniny (12-17%)
oraz glukuronid trans-3’-hydroksykotyniny (7-9%) (Ryc. 5)
[3,10]. Norkotyninę wykryto w moczu palaczy w ilości 1 do
2% całości wchłoniętej nikotyny [10].
Usuwanie nikotyny przez nerki u osób starszych w wieku 65-76 lat jest o 23% wolniejsze niż u dorosłych palaczy
w młodszym wieku (22-43 lat). Najprawdopodobniej jest
to spowodowane wieloma czynnikami, wśród których wymienia się, wspominane wcześniej, niższą aktywność metaboliczną CYP2A6 oraz zmniejszony przepływ krwi przez
wątrobę i nerki. Zahamowanie aktywności CYP2A6 lub obniżenie ekspresji jej genu w wątrobie może prowadzić do
50% zmniejszenia klirensu nikotyny. Również przewlekła
choroba nerek często prowadzi do zmniejszenia klirensu nikotyny i kotyniny. U kobiet wydalanie nikotyny i kotyniny
przebiega szybciej niż u mężczyzn. Klirens tych związków
jest u kobiet odpowiednio wyższy o 13% i 26% [10,14].
Podsumowanie
Wraz z dymem wypalanego papierosa do krwi palacza
przedostaje się nikotyna. Roznoszona po całym organizmie
dociera do wszystkich narządów. Szczególnie istotną rolę w
procesie eliminacji nikotyny pełni wątroba. W trakcie intensywnych badań metabolizmu nikotyny w ostatnich kilku
dziesięcioleciach dość dobrze poznano szlaki metaboliczne
nikotyny oraz enzymy zaangażowane w ten proces. Jednak nie wszystkie enzymy uczestniczące w metabolizmie
nikotyny zostały do tej pory zidentyfikowane i scharakteryzowane. Badania polimorfizmu genetycznego enzymów
biorących udział w przemianach nikotyny ujawniły, że istnieją duże różnice osobnicze w reakcjach na ten alkaloid,
szczególnie w aspekcie ilości przyswajanej nikotyny, popadania w uzależnienie oraz indukcji raka płuc [24,44]. Ilość
i częstotliwość dostarczania nikotyny do organizmu może
wywoływać znaczące zmiany na poziomie regulacji aktyw-
41
Rycina 5. Udział najważniejszych metabolitów nikotyny w moczu człowieka. Na podstawie [10], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Farmakologii i Terapii Eksperymentalnej (copyright 2005).
ności kluczowych białek, takich jak receptory nikotynowe
w neuronach lub aktywności enzymów detoksykacyjnych
w hepatocytach, np. oksydaz cytochromu P450 (CYP2A6).
Umiarkowane powinowactwo (R)-nikotyny do cholinergicznych receptorów typu N w połączeniu ze znacznie
niższym poziomem toksyczności powodują, że (R)-nikotyna może być użytecznym środkiem terapeutycznym dla
chorób neurodegeneracyjnych i uzależnienia od palenia
tytoniu [23]. Inhibitory CYP2A6 wykorzystywane w terapii nikotynozastępczej mogą przyczyniać się do redukcji
palenia tytoniu, co w konsekwencji zmniejsza narażenie na
rakotwórcze działanie metabolitów nikotyny i być może
ograniczać ryzyko zachorowania na raka [10]. W codziennej
praktyce lekarskiej istotne byłoby uświadomienie pacjentom, że jeśli wypalają oni nawet niewielką liczbę papierosów, to ze względu na omówione czynniki, które wpływają
na metabolizm nikotyny, szkodliwe działanie tego alkaloidu może być znaczne, a ta sama dawka nikotyny na każdego z nas może działać z różną siłą.
Piśmiennictwo
1. O
’Neil MJ, Smith A, Heckelman PE, Obenchain JR Jr, Gallipeau JAR,
D’Arecca MA, Budavari S (2001) The Merck Index: An Encyclopedia of
42
Chemicals, Drugs, and Biologicals, 13th ed., Merck Research Laboratories Division of Merck & Co., Inc.; Monograph Number: 6551, Whitehouse Station, NJ
2. Modnicki D (2007) Tytoń bakun (Nicotiana rustica L.) niedostrzegane
zagrożenie? Przegl Lek 64: 906-907
3. Yildiz D (2004) Nicotine, its metabolism and an overview of its biological effects. Toxicon 43: 619-632
4. Pogocki D, Ruman T, Danilczuk M, Celuch M, Walajtys-Rode E (2007)
Application of nicotine enantiomers, derivatives and analogues in
therapy of neurodegenerative disorders. Eur J Pharmacol 563: 18-39
5. Huang X, Zheng F, Crooks PA, Dwoskin LP, Zhan CG (2005) Modeling multiple species of nicotine and deschloroepibatidine interacting
with α4β2 nicotinic acetylcholine receptor: from microscopic binding
to phenomenological binding affinity. J Am Chem Soc 127: 1440114414
6. Li D, Huang X, Han K, Zhan C (2011) Catalytic mechanism of cytochrome P450 for 5′-hydroxylation of nicotine: fundamental reaction
pathways and stereoselectivity. J Am Chem Soc 133: 7416–7427
7. Nielsen HM, Rassing MR (2002) Nicotine permeability across the buccal TR146 cell culture model and porcine buccal mucosa in vitro: effect
of pH and concentration. Eur J Pharm Sci 16: 151-157
8. Fukada A, Saito H, Inui K (2002) Transport mechanisms of nicotine
across the human intestinal epithelial cell line Caco-2. J Pharmacol Exp
Ther 302: 532-538
www.postepybiochemii.pl
9. You G, Morris ME, Wang B (2007) Drug transporters: molecular characterization and role in drug disposition, John Wiley & Sons, Inc., New
Jersey
10.Hukkanen J, Jacob P 3rd, Benowitz NL (2005) Metabolism and disposition kinetics of nicotine. Pharmacol Rev 57: 79-115
11.Wu HJ, Chi CW, Liu TY (2005) Effects of pH on nicotine-induced DNA
damage and oxidative stress. J Toxicol Environ Health A 68: 1511-1523
12.Tomar SL, Henningfield JE (1997) Review of the evidence that pH is
a determinant of nicotine dosage from oral use of smokeless tobacco.
Tob Control 6: 219-225
13.Matta SG, Balfour DJ, Benowitz NL, Boyd RT, Buccafusco JJ, Caggiula
AR, Craig CR, Collins AC, Damaj MI, Donny EC, Gardiner PS, Grady
SR, Heberlein U, Leonard SS, Levin ED, Lukas RJ, Markou A, Marks
MJ, McCallum SE, Parameswaran N, Perkins KA, Picciotto MR, Quik
M, Rose JE, Rothenfluh A, Schafer WR, Stolerman IP, Tyndale RF,
Wehner JM, Zirger JM (2007) Guidelines on nicotine dose selection for
in vivo research. Psychopharmacology (Berl) 190: 269-319
14.Benowitz NL, Hukkanen J, Jacob P 3rd (2009) Nicotine chemistry, metabolism, kinetics and biomarkers. Handb Exp Pharmacol 192: 29-60
15.Salomon ME (2006) Nicotine and tobacco preparations, W: Flomenbaum N, Goldfrank L, Hoffman R, Howland MA, Lewin N and Nelson L (red) Goldfrank’s Toxicologic Emergencies, McGraw-Hill Companies, Inc., New York, 1221-1230
16.Shiffman S, Fant RV, Buchhalter AR, Gitchell JG, Henningfield JE
(2005) Nicotine delivery systems. Expert Opin Drug Deliv 2: 563-577
17.Seeman JI (2007) Possible role of ammonia on the deposition, retention, and absorption of nicotine in humans while smoking. Chem Res
Toxicol 20: 326-343
18.van Amsterdam J, Sleijffers A, van Spiegel P, Blom R, Witte M, van de
Kassteele J, Blokland M, Steerenberg P, Opperhuizen A (2011) Effect of
ammonia in cigarette tobacco on nicotine absorption in human smokers. Food Chem Toxicol 49: 3025-3030
19.McGuigan MA (2004) Nicotine, W: Dart RC (red) Medical Toxicology,
Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, str. 601-604
20.Yerger VB, Malone RE (2006) Melanin and nicotine: A review of the
literature. Nicotine Tob Res 8: 487-498
21.Sobkowiak R, Lesicki A (2011) Komórkowe szlaki sygnalizacyjne aktywowane przez nikotynę. Post Biol Kom 38: 581-596
22.Sobkowiak R, Lesicki A (2009) Genotoxicity of nicotine in cell culture
of Caenorhabditis elegans evaluated by the comet assay. Drug Chem
Toxicol 32: 252-257
23.Pogocki D (2007) Application of nicotine enantiomers, derivatives and
analogues in therapy of neurodegenerative disorders. Eur J Pharmacol
563: 18-39
24.Tricker AR (2003) Nicotine metabolism, human drug metabolism
polymorphisms, and smoking behaviour. Toxicology 183: 151-173
25.Tutka P, Mosiewicz J, Wielosz M (2005) Pharmacokinetics and metabolism of nicotine. Pharmacol Rep 57: 143-153
26.Niemira M, Wiśniewska A, Mazerska Z (2009) Rola polimorfizmu i
zróżnicowanej ekspresji genów cytochromów P450 w metabolizmie
ksenobiotyków. Postepy Biochem 55: 279-289
27.von Weymarn L, Retzlaff C, Murphy S (2012) CYP2A6 and CYP2A13catalyzed metabolism of the nicotine Δ5›(1›)iminium ion. J Pharmacol
Exp Ther DOI:10.1124/jpet.112.195255:
28.Li D, Wang Y, Han K, Zhan C (2010) Fundamental reaction pathways
for cytochrome P450-catalyzed 5′-hydroxylation and N-demethylation
of nicotine. J Phys Chem B 114: 9023-9030
29.Hecht SS, Hochalter JB, Villalta PW, Murphy SE (2000) 2’-Hydroxylation of nicotine by cytochrome P450 2A6 and human liver microsomes: formation of a lung carcinogen precursor. Proc Natl Acad Sci
USA 97: 12493-12497
30.Murphy SE, Raulinaitis V, Brown KM (2005) Nicotine 5’-oxidation and
methyl oxidation by P450 2A enzymes. Drug Metab Dispos 33: 11661173
31.Yamanaka H, Nakajima M, Fukami T, Sakai H, Nakamura A, Katoh
M, Takamiya M, Aoki Y, Yokoi T (2005) CYP2A6 and CYP2B6 are
involved in nornicotine formation from nicotine in humans: interinPostępy Biochemii 59 (1) 2013
dividual differences in these contributions. Drug Metab Dispos 33:
1811-1818
32.Schuller HM (2007) Nitrosamines as nicotinic receptor ligands. Life Sci
80: 2274-2280
33.Cashman JR, Park SB, Yang ZC, Wrighton SA, Jacob P 3rd, Benowitz
NL (1992) Metabolism of nicotine by human liver microsomes: stereoselective formation of trans-nicotine N’-oxide. Chem Res Toxicol 5:
639-646
34.Kaivosaari S, Toivonen P, Hesse LM, Koskinen M, Court MH, Finel M
(2007) Nicotine glucuronidation and the human UDP-glucuronosyltransferase UGT2B10. Mol Pharmacol 72: 761-768
35.Kuehl GE, Murphy SE (2003) N-glucuronidation of nicotine and cotinine by human liver microsomes and heterologously expressed UDPglucuronosyltransferases. Drug Metab Dispos 31: 1361-1368
36.Fedejko B, Mazerska Z (2011) UDP-glukuronylotranferazy w metabolizmie detoksykacyjnym i aktywacyjnym związków endogennych
oraz ksenobiotyków. Postepy Biochem 57: 49-62
37.Rangiah K, Hwang WT, Mesaros C, Vachani A, Blair IA (2011) Nicotine exposure and metabolizer phenotypes from analysis of urinary
nicotine and its 15 metabolites by LC-MS. Bioanalysis 3: 745-761
38.Nakajima M, Yokoi T (2005) Interindividual variability in nicotine metabolism: C-oxidation and glucuronidation. Drug Metab Pharmacokinet 20: 227-235
39.Berg JZ, von Weymarn LB, Thompson EA, Wickham KM, Weisensel
NA, Hatsukami DK, Murphy SE (2010) UGT2B10 genotype influences
nicotine glucuronidation, oxidation, and consumption. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev 19: 1423-1431
40.Chen G, Giambrone NE Jr, Dluzen DF, Muscat JE, Berg A, Gallagher
CJ, Lazarus P (2010) Glucuronidation genotypes and nicotine metabolic phenotypes: importance of functional UGT2B10 and UGT2B17
polymorphisms. Cancer Res 70: 7543-7552
41.Berg JZ, Mason J, Boettcher AJ, Hatsukami DK, Murphy SE (2010)
Nicotine metabolism in African Americans and European Americans:
variation in glucuronidation by ethnicity and UGT2B10 haplotype. J
Pharmacol Exp Ther 332: 202-209
42.Kędziora H, Florek E, Piekoszewski W, Bręborowicz GH, Anholcer A,
Gomółka E, Kulza M, Stanek A (2007) Stężenie kotyniny i trans-3’-hydroksykotyniny oraz ich glukuronidów w moczu kobiet ciężarnych
palących tytoń. Przegl Lek 64: 740-746
43.Piekoszewski W, Florek E, Kulza M, Wilimowska J, Loba U (2009)
Opracowanie metody oznaczanie metabolitow nikotyny w moczu.
Przegl Lek 66: 593-597
44.Wall TL, Schoedel K, Ring HZ, Luczak SE, Katsuyoshi DM, Tyndale
RF (2007) Differences in pharmacogenetics of nicotine and alcohol metabolism: review and recommendations for future research. Nicotine
Tob Res 9 Suppl 3: 459-474
45.Lieber CS (2004) The discovery of the microsomal ethanol oxidizing
system and its physiologic and pathologic role. Drug Metab Rev 36:
511-529
46.Moriwaki Y, Yamamoto T, Takahashi S, Tsutsumi Z, Hada T (2001)
Widespread cellular distribution of aldehyde oxidase in human tissues found by immunohistochemistry staining. Histol Histopathol 16:
745-753
47.Cashman JR, Zhang J (2002) Interindividual differences of human flavin-containing monooxygenase 3: genetic polymorphisms and functional variation. Drug Metab Dispos 30: 1043-1052
48.Thompson MA, Moon E, Kim UJ, Xu J, Siciliano MJ, Weinshilboum
RM (1999) Human indolethylamine N-methyltransferase: cDNA cloning and expression, gene cloning, and chromosomal localization. Genomics 61: 285-297
49.Al Koudsi N, Hoffmann EB, Assadzadeh A, Tyndale RF (2010) Hepatic CYP2A6 levels and nicotine metabolism: impact of genetic, physiological, environmental, and epigenetic factors. Eur J Clin Pharmacol
66: 239-251
50.Benowitz NL, Swan GE, Jacob P 3rd, Lessov-Schlaggar CN, Tyndale
RF (2006) CYP2A6 genotype and the metabolism and disposition kinetics of nicotine. Clin Pharmacol Ther 80: 457-467
43
51.Mwenifumbo JC, Tyndale RF (2009) Molecular genetics of nicotine
metabolism. Handb Exp Pharmacol 2009: 235-259
52.Mwenifumbo JC, Lessov-Schlaggar CN, Zhou Q, Krasnow RE, Swan
GE, Benowitz NL, Tyndale RF (2008) Identification of novel CYP2A6*1B variants: the CYP2A6*1B allele is associated with faster in vivo
nicotine metabolism. Clin Pharmacol Ther 83: 115-121
53.Berlin I, Gasior MJ, Moolchan ET (2007) Sex-based and hormonal contraception effects on the metabolism of nicotine among adolescent tobacco-dependent smokers. Nicotine Tob Res 9: 493-498
54.Benowitz NL, Lessov-Schlaggar CN, Swan GE, Jacob P 3rd (2006) Female sex and oral contraceptive use accelerate nicotine metabolism.
Clin Pharmacol Ther 79: 480-488
55.Benowitz NL, Herrera B, Jacob P, 3rd (2004) Mentholated cigarette smoking inhibits nicotine metabolism. J Pharmacol Exp Ther 310:
1208-1215
56.Higashi E, Fukami T, Itoh M, Kyo S, Inoue M, Yokoi T, Nakajima M
(2007) Human CYP2A6 is induced by estrogen via estrogen receptor.
Drug Metab Dispos 35: 1935-1941
57.Dempsey D, Jacob P 3rd, Benowitz NL (2002) Accelerated metabolism
of nicotine and cotinine in pregnant smokers. J Pharmacol Exp Ther
301: 594-598
58.Schoedel KA, Hoffmann EB, Rao Y, Sellers EM, Tyndale RF (2004) Ethnic variation in CYP2A6 and association of genetically slow nicotine
metabolism and smoking in adult Caucasians. Pharmacogenetics 14:
615-626
59.Bloom J, Hinrichs AL, Wang JC, von Weymarn LB, Kharasch ED,
Bierut LJ, Goate A, Murphy SE (2011) The contribution of common
CYP2A6 alleles to variation in nicotine metabolism among European-Americans. Pharmacogenet Genomics 21: 403-416
60.Satarug S, Lang MA, Yongvanit P, Sithithaworn P, Mairiang E, Mairiang P, Pelkonen P, Bartsch H, Haswell-Elkins MR (1996) Induction of
cytochrome P450 2A6 expression in humans by the carcinogenic parasite infection, opisthorchiasis viverrini. Cancer Epidemiol Biomarkers
Prev 5: 795-800
61.Benowitz NL (1996) Cotinine as a biomarker of environmental tobacco
smoke exposure. Epidemiol Rev 18: 188-204
Absorption, metabolism and excretion of nicotine in humans
Robert Sobkowiak*, Andrzej Lesicki
Department of Cell Biology, Institute of Experimental Biology, Adam Mickiewicz University, 89 Umultowska St., 61-614 Poznań, Poland

e-mail: [email protected]
Key words: nicotine, cotinine, metabolism, absorption, excretion, enantiomer, cytochrome P450
Abstract
Nicotine is an alkaloid present in many plants of Solanaceae family. The levorotatory enantiomer (S) is a naturally occurring form. Nicotine enters the human body as a component of tobacco smoke. In alkaline environment the rate of nicotine permeation through biological
membranes is increased. Almost 90% of nicotine absorbed by the body is metabolized in the liver. Nicotine may also be metabolized in the
kidneys, lungs, brain, and respiratory epithelium membranes. The nicotine undergoes many transformations. Key role in the metabolism
of nicotine is played by cytochrome P450 oxidases (mainly CYP2A6). Apart from them, UDP-glucuronosyltransferases, cytosolic aldehyde
oxidase, amine N-methyltransferase, and flavin-containing monooxygenase 3 are involved in the decomposition of nicotine. Six major metabolites of nicotine have been identified. One of the most important metabolite is cotinine, from which is formed of trans-3’-hydroxycotinine
— the compound which is excreted in the largest amount within the urine. The rate of nicotine metabolism is affected by diversified activity
of polymorphic enzymes involved in this process, diet, gender and physiological condition of the organism.
44
www.postepybiochemii.pl