Funkcja torsyny 1A w patomechanizmie dystonii torsyjnej typu 1

Funkcja torsyny 1A w patomechanizmie dystonii torsyjnej typu 1

Funkcja torsyny 1A w patomechanizmie dystonii torsyjnej typu 1
STRESZCZENIE
T
orsyna 1A jest białkiem, którego defekt odpowiedzialny jest za wywołanie dystonii torsyjnej typu 1, dziedzicznej choroby neurologicznej o wczesnym początku i bardzo zróżnicowanym przebiegu klinicznym. Podstawowa funkcja komórkowa torsyny 1A, polipeptydu zlokalizowanego przede wszystkim w siateczce śródplazmatycznej i otoczce jądrowej,
nie jest wciąż znana, choć przypisuje się temu białku udział w wielu rozmaitych procesach
komórkowych, takich jak zapewnianie prawidłowej struktury i funkcji otoczki jądrowej,
regulowanie synaptycznego transportu pęcherzykowego czy też pełnienie funkcji opiekuńczej wobec nieprawidłowo zwiniętych białek. Niniejsze opracowanie stanowi próbę podsumowania obecnego stanu wiedzy na temat potencjalnych funkcji torsyny 1A w kontekście
udziału zmutowanych wariantów tego białka w patogenezie dystonii torsyjnej typu 1.
WPROWADZENIE — DYSTONIA TORSYJNA TYPU 1 (DYT1)
Dystonie stanowią dość heterogenną grupę chorób neurologicznych, których
wspólną cechą jest występowanie charakterystycznych ruchów mimowolnych,
prowadzących do wyginania i skręcania różnych części ciała, a w konsekwencji
do przyjmowania przez chorych nietypowych póz. Temu głównemu objawowi
choroby towarzyszyć mogą pewne dodatkowe cechy kliniczne, takie jak drżenie mięśni, mioklonie (bardzo krótkotrwałe, gwałtowne skurcze mięśni) oraz
parkinsonizm [1]. W tej zróżnicowanej grupie chorób wyróżnia się tak zwane
dystonie pierwotne oraz wtórne, czyli pojawiające się na przykład w następstwie przebytych urazów lub jako uboczny skutek leczenia farmakologicznego. Znaczna część przypadków dystonii pierwotnych, obejmujących zarówno
postaci rodzinne, jak i tzw. przypadki sporadyczne, to choroby uwarunkowane genetycznie. W chwili obecnej znanych jest już kilkanaście monogenowych
wariantów dystonii pierwotnej o nieco zróżnicowanym przebiegu klinicznym
i różnym sposobie dziedziczenia, najczęściej autosomalnym dominującym lub
autosomalnym recesywnym [2].
Jedną z najlepiej poznanych dziedzicznych postaci dystonii jest dystonia torsyjna typu 1 (DYT1), stanowiąca najczęstszą formę dystonii pierwotnej u dzieci.
Pierwsze kliniczne objawy tej choroby pojawiają się zwykle w wieku młodzieńczym (10-12 lat), najczęściej w postaci mimowolnych skurczów mięśni, które
obejmują początkowo zazwyczaj tylko jedną z kończyn, a następnie rozprzestrzeniają się na pozostałe części ciała, prowadząc do pojawienia się tzw. uogólnionej postaci choroby [1]. Szacuje się, że częstość występowania DYT1 wśród
osób pochodzenia europejskiego wynosi około 1/200 000, choć w niektórych
populacjach choroba ta wydaje się być znacznie częstsza, osiągając na przykład
częstość 1/16000 - 1/20000 wśród Żydów Aszkenazyjskich [3].
Marta Jurek
Michał Milewski
Instytut Matki i Dziecka, Zakład Genetyki
Medycznej, Pracownia Biologii Komórki,
Warszawa
Instytut Matki i Dziecka, Zakład Genetyki
Medycznej, Pracownia Biologii Komórki,
ul. Kasprzaka 17A, 01-211 Warszawa; e-mail: [email protected]

Artykuł otrzymano 24 lipca 2014 r.
Artykuł zaakceptowano 25 listopada 2014 r.
Słowa kluczowe: torsyna 1A, dystonia torsyjna, siateczka śródplazmatyczna, białko
opiekuńcze
Wykaz skrótów: AAA+ (ang. ATPases associated with various activities) – ATPazy o
rozmaitych funkcjach komórkowych; DYT1
– dystonia torsyjna typu 1, albo nazwa
genu, którego defekt wywołuje tę chorobę;
ER (ang. endoplasmic reticulum) – siateczka
śródplazmatyczna; megaRNP – olbrzymie
kompleksy rybonukleinowo-białkowe; NE
(ang. nuclear envelope) – otoczka jądrowa;
TOR1A – torsyna 1A
Podziękowania: Praca powstała podczas
realizacji projektu badawczego NN 401 135
439. Autorzy chcieliby podziękować profesorowi Jerzemu Balowi za cenne uwagi
dotyczące pracy.
Pomimo dość wczesnego odkrycia defektu genetycznego odpowiedzialnego
za DYT1 i ogromnego rozwoju nauki w dziedzinie badań neurologicznych i molekularnych, jaki się dokonał w ciągu ostatnich lat, brak jest wciąż odpowiedzi
na pytanie o dokładny molekularny i komórkowy mechanizm patogenezy tej
choroby. Ponieważ znajomość tego mechanizmu zwiększyłaby znacznie szanse
opracowania nowego skutecznego sposobu leczenia DYT1, warto się z pewnością przyjrzeć aktualnemu stanowi naszej wiedzy w tym zakresie.
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
35
GEN DYT1 I JEGO MUTACJE
Za wystąpienie objawów dystonii torsyjnej typu 1 odpowiedzialne jest uszkodzenie funkcji genu o nazwie DYT1,
zlokalizowanego na długim ramieniu chromosomu 9 w pozycji 9q34 (Ryc. 1). Warto podkreślić, że choć znanych jest co
najmniej kilka wariantów polimorficznych tego genu o potencjalnie patogennym charakterze, takich jak na przykład
p.Asp194Val, p.Phe205Ile, p.Arg288Gln czy p.Phe328_Tyr328del [4-7], to jedyną definitywnie potwierdzoną zmianą o charakterze chorobotwórczym jest delecja trzech kolejnych nukleotydów w eksonie 5 (c.934-936delGAG). Na
poziomie kodowanego przez ten gen białka o nazwie torsyna 1A (TOR1A) mutacja ta powoduje usunięcie jednej z
dwóch sąsiadujących ze sobą reszt kwasu glutaminowego
(ΔE302/303) w aminokwasowej sekwencji karboksylowego końca polipeptydu. Ponieważ dystonię torsyjną typu 1
cechuje znacznie obniżona penetracja patogennej mutacji
(co oznacza, że zaledwie 30-40% nosicieli mutacji wykazuje
charakterystyczne objawy choroby), sugeruje się, że przynajmniej niektóre spośród wymienionych polimorfizmów
genu DYT1 mogą znacząco modyfikować typowy obraz
kliniczny, prowadząc albo do zaostrzenia fenotypu, albo
też do zmniejszenia ryzyka wystąpienia objawów, jak to
ma prawdopodobnie miejsce w przypadku nosicieli zmiany
p.Asn216His [8-11].
TORSYNA 1A JAKO PRODUKT BIAŁKOWY GENU DYT1
Kodowana przez gen DYT1 torsyna A jest jedną z kilku
ludzkich torsyn. Ta niewielka rodzina białek obejmuje ponadto torsynę 1B (TOR1B), torsynę 2A (TOR2A) oraz torsynę 3A (TOR3A). Torsyny należą do znacznie większej nadrodziny białek o nazwie AAA+ (ang. ATPases associated with
various activities), obejmującej liczne ATPazy o rozmaitych
funkcjach komórkowych, z których większość tworzy oligomeryczne kompleksy polipeptydowe, dość często funkcjonujące jako białka opiekuńcze [12].
Większą część struktury torsyny 1A stanowi typowa
dla wszystkich białek AAA+ domena ATPazowa, obejmująca szereg zachowanych w ewolucji motywów aminokwasowych zaangażowanych w wiązanie i hydrolizę ATP
Rycina 1. Struktura genu DYT1 oraz kodowanego przezeń białka TOR1A. Typowe motywy funkcjonalne w obrębie domeny ATPazowej torsyny 1A oznaczono
skrótami WA (Walker A), WB (Walker B), RF (palec argininowy, ang. R finger), S-I
(sensor I) oraz S-II (sensor II).
36
(Ryc. 1). Na szczególną uwagę zasługuje C-końcowy region
tej domeny, odpowiadający występującemu w wielu innych
białkach AAA+ charakterystycznemu motywowi aminokwasowemu o nazwie S-II (ang. sensor II). W przypadku
torsyny A region ten nie zawiera jednak zachowanej w ewolucji reszty argininowej, a przy tym pełni prawdopodobnie
dość wyjątkową funkcję czujnika potencjału redoks, regulującego zdolność torsyny 1A do oddziaływania z niektórymi
ligandami [13]. Ponieważ w obrębie tego właśnie regionu
zlokalizowana jest też wspomniana powyżej patogenna
mutacja ΔE302/303, przypuszcza się, że fakt ten może mieć
kluczowe znaczenie dla mechanizmu patogenezy dystonii
torsyjnej typu 1.
Pozostałe dwa główne elementy struktury torsyny 1A to
charakterystyczna dla tego białka sekwencja aminokwasów
hydrofobowych oraz sąsiadujący z nią N-końcowy peptyd
sygnałowy. Obecność peptydu sygnałowego jest wymagana
do prawidłowej lokalizacji białka TOR1A w świetle siateczki śródplazmatycznej (ER) oraz w świetle otoczki jądrowej
NE, (ang. nuclear envelope), a zatem w dwóch połączonych
ze sobą przedziałach komórkowych. Z kolei wspomniana
sekwencja reszt aminokwasów hydrofobowych pośredniczy w oddziaływaniu torsyny 1A z błoną ER i zapobiega
opuszczeniu przez to białko siateczki śródplazmatycznej na
drodze transportu pęcherzykowego [14].
Choć gen DYT1 ulega ekspresji we wszystkich badanych tkankach ludzkich, podwyższony poziom tej ekspresji
stwierdza się głównie w tkance nerwowej [15], co zgodne
jest oczywiście z dominującym neurologicznym charakterem objawów klinicznych dystonii torsyjnej typu 1 i wskazuje na ścisły związek białka TOR1A z prawidłowym funkcjonowaniem neuronów.
REGULACJA TRANSPORTU megaRNP LUB
KOMPLEKSÓW RYBONUKLEOPROTEINOWYCH
W OTOCZCE JĄDROWEJ
Jedną z łatwo zauważalnych konsekwencji obecności
patogennej mutacji ΔE302/303 w torsynie 1A jest wyraźna
zmiana subkomórkowej lokalizacji zmutowanego białka,
obejmująca jego częściowe przemieszczenie się z ER do
otoczki jądrowej, czemu towarzyszy dodatkowo powstawanie niewielkich agregatów torsyny 1A w okolicach tejże
otoczki [16]. Dość wcześnie stwierdzono, że agregaty te nie
mają charakteru inkluzji białkowych, a stanowią raczej dość
specyficzne struktury subkomórkowe zbudowane z szeregu
warstw błony białkowo-lipidowej, pomiędzy którymi gromadzi się zmutowana torsyna 1A [17]. Wyniki najnowszych
badań doprowadziły do dość zaskakującego odkrycia, że
owe obłonione struktury związane z torsyną 1A to granule
zbudowane z olbrzymich kompleksów rybonukleinowo-białkowych (tzw. megaRNP), zawierających transkrypty
dla genów kodujących kluczowe białka synaptyczne. Funkcja tych struktur polega na gromadzeniu i transportowaniu
do synapsy nieaktywnych transkrypcyjnie kompleksów
RNP, które dopiero po dotarciu do miejsca przeznaczenia
ulegają aktywacji, zapewniając odpowiedni poziom syntezy białek niezbędnych do prawidłowego funkcjonowania
synapsy. Zaskakujący jest również mechanizm tworzenia
owych granul megaRNP, które powstają w wyniku inwagiwww.postepybiochemii.pl
otoczki jądrowej, nazwany „pułapką substratową”. Model
ten przewidywał, że w wyniku niezdolności zmutowanej
torsyny do przeprowadzenia hydrolizy przyłączonej cząsteczki ATP (lub też ewentualnie w wyniku niezdolności
do przekazania energii uwolnionej w wyniku owej hydrolizy) dochodzi do trwałego związania się torsyny z przyłączonym wcześniej substratem białkowym, zakotwiczonym
trwale w otoczce jądrowej [22]. Powodowałoby to nie tylko
uwięzienie torsyny 1A w otoczce jądrowej, ale także deficyt
tego białka w ER [23,24].
Rycina 2. Schemat przebiegu procesu transportu granuli megaRNP przez otoczkę jądrową (NE) przy udziale prawidłowej torsyny 1A (górny panel) oraz w obecności zmutowanego wariantu tego białka (dolny panel).
nacji wewnętrznej błony jądrowej i otoczenia nią jądrowych
kompleksów RNP [18]. Otoczona błoną jądrową granula
megaRNP przedostaje się w ten sposób do światła otoczki
jądrowej, a następnie ulega fuzji z zewnętrzną błoną otoczki, dzięki czemu kompleksy megaRNP opuszczają ostatecznie jądro i mogą być transportowane do synapsy (Ryc. 2).
Wydaje się, że prawidłowe białko TOR1A odgrywa niezwykle istotną rolę w transporcie megaRNA przez otoczkę
jądrową, będąc czynnikiem niezbędnym dla ostatecznego
zamknięcia się pęcherzyka zbudowanego z wewnętrznej
błony otoczki jądrowej i zawierającego megaRNP [19]. W
obecności patogennych wariantów torsyny A dochodzi natomiast do zatrzymania procesu „odcinania” pęcherzyków
i do uwięzienia oligomerycznych form RNP w obłonionych
strukturach związanych z otoczką jądrową, co w konsekwencji prowadzi do obniżenia poziomu produkcji białek
synaptycznych, zaangażowanych w powstawanie połączeń
nerwowo-mięśniowych, jak również do redukcji prawidłowo funkcjonujących pęcherzyków synaptycznych.
Dokładny mechanizm, dzięki któremu torsyna 1A reguluje opisany powyżej proces tworzenia się pęcherzyków z
granulami megaRNP nie został jeszcze poznany, ale można oczekiwać, że znaczącą rolę w tym procesie odgrywają
niektóre białka otoczki jądrowej, o których od dość dawna
wiadomo, że oddziałują z TOR1A. Do grupy znanych partnerów torsyny 1A należą między innymi takie białka jak
LAP1 (ang. lamina associated protein 1), LULL1 (ang. lumenal
domain-like LAP1), czy też omawiane w dalszej części tego
opracowania białka należące do kompleksu LINC (ang. linker of nucleus and cytoskeleton) [20,21], przy czym od dawna
podejrzewano, że zaburzenie procesu oddziaływania tych
białek z torsyną 1A jest jednym z głównych mechanizmów
odpowiedzialnych za patogenezę DYT1. Już w roku 2004
Goodchild i Dauter zaproponowali model wyjaśniający
akumulację zmutowanego wariantu torsyny 1A w obrębie
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
Na uwagę zasługuje fakt, że oddziaływanie torsyny 1A
z przynajmniej niektórymi białkami otoczki jądrowej, np.
z LAP1 i LULL1, regulowane jest za pośrednictwem wspomnianego już uprzednio nietypowego odpowiednika motywu aminokwasowego S-II, stanowiącego w tym przypadku
rodzaj czujnika reagującego na zmiany potencjału redoks.
Zlokalizowana właśnie w obrębie tego regionu aminokwasowego patogenna mutacja ∆E302/303 zaburza zdolność
torsyny 1A do oddziaływania z białkami otoczki jądrowej w
zależności od zmian tego potencjału [13], co pozwala przypuszczać, że oddziaływania między białkami zachodzące za
pośrednictwem S-II odgrywają ważną rolę w regulowaniu
przez torsynę 1A kluczowych procesów zachodzących w
otoczce jądrowej, obejmujących być może także opisany powyżej transport kompleksów megaRNP z jądra do synapsy,
przy czym dotychczasowe ustalenia sugerują, że oddziaływanie torsyny 1A z białkiem siateczki śródplazmatycznej
LULL1 sprzyja jej relokalizacji do otoczki, gdzie jednym z jej
głównych potencjalnych substratów jest z kolei LAP1, białko zakotwiczone w wewnętrznej błonie otoczki jądrowej i
oddziałujące z laminami macierzy jądrowej [21,25].
WSPÓŁTWORZENIE SIECI POŁĄCZEŃ MIĘDZY
OTOCZKĄ JĄDROWĄ I CYTOSZKIELETEM
Funkcja torsyny 1A w otoczce jądrowej nie ogranicza
się do regulowania transportu megaRNP. Białko to bierze
bowiem także udział w procesach decydujących o zachowaniu prawidłowej budowy i kształtu otoczki jądrowej
(Ryc. 3). Odbywa się to poprzez oddziaływanie torsyny
1A z nespryną 3, jedną z kilku nespryn zakotwiczonych
w zewnętrznej błonie otoczki jądrowej i odgrywających
Rycina 3. Główne procesy komórkowe i białka związane z proponowanymi
funkcjami komórkowymi torsyny 1A (wg. [49], zmodyfikowane).
37
ważną rolę w pośredniczeniu między białkami jądra komórkowego i wewnętrznej błony jądrowej z jednej strony
oraz białkami cytoszkieletu komórkowego z drugiej strony [26]. Torsyna A wydaje się wpływać w szczególności
na dynamikę oddziaływań nespryny 3 z plektyną, łączącą
nesprynę z rozbudowaną siecią filamentów pośrednich, w
tym filamentów wimentynowych [27]. Wyniki przeprowadzonych badań sugerują ponadto, że patogenne warianty
torsyny 1A oddziałują z nespryną 3 znacznie silniej niż
białko prawidłowe, zaburzając prawdopodobnie oddziaływanie nespryny z innymi białkami otoczki i powodując
jednocześnie jej wzmożoną akumulację w obrębie otoczki
jądrowej, co wydaje się wpływać negatywnie na funkcjonowanie całego kompleksu LINC, łączącego jądro komórkowe z cytoszkieletem [24]. Zaburzenie oddziaływań między
białkami otoczki jądrowej, siateczki śródplazmatycznej oraz
cytoszkieletu może prowadzić do nieprawidłowej polaryzacji jądra komórkowego i zaburzenia procesu migracji neuronów, a w konsekwencji do nieprawidłowości w budowie
mózgu. Zarówno torsyna 1A jak i nespryna 3 wykazują wysoki poziom syntezy w prążkowiu, korze mózgowej, istocie
czarnej oraz móżdżku, czyli w tych regionach mózgu, które najprawdopodobniej związane są z patogenezą dystonii
torsyjnej.
REGULACJA TRANSPORTU
PĘCHERZYKOWEGO W SYNAPSIE
W świetle tak dobrze udokumentowanego udziału torsyny 1A w prawidłowym funkcjonowaniu otoczki jądrowej,
nieco zaskakujące są wyniki licznych badań, wskazujące
dodatkowo na bezpośredni udział tego białka w synaptycznym transporcie pęcherzykowym [28]. Analiza lokalizacji
torsyny 1A w komórkach nerwowych wykazała rzeczywiście, że oprócz dominującego wzorca dystrybucji tego
białka, obejmującego jego obecność w ER i NE, torsyna 1A
znajdowana jest także w zakończeniach presynaptycznych,
pęcherzykach aksonalnych oraz we frakcji błon synaptosomalnych [29,30], co wskazuje na potencjalną rolę tego białka
w transporcie aksonalnym, cyrkulacji/recyklingu pęcherzyków synaptycznych oraz uwalnianiu neuroprzekaźników. Jednym z białek oddziałujących z TOR1A jest snapina,
odgrywająca kluczową rolę w egzocytozie pęcherzyków
synaptycznych. Snapina wzmacnia oddziaływanie kompleksu SNARE z synaptotagminą 1, białkiem obecnym w
pęcherzykach synaptycznych. Patogenny wariant torsyny
1A wydaje się powodować zatrzymywanie synaptotagminy 1 w obrębie błony synaptycznej, co powoduje hamowanie procesu uwalniania neurotransmiterów [28].
Wyniki innych badań sugerują także, że torsyna 1A
uczestniczy w regulacji transportu białka DAT, funkcjonującego w błonie presynaptycznej neuronów dopaminergicznych jako transporter dopaminy zaangażowany w zwrotny
wychwyt neuroprzekaźników uwolnionych do szczeliny
synaptycznej. Nadprodukcja torsyny 1A powoduje zatrzymanie transportera dopaminy we wnętrzu neuronu, a
efekt ten zostaje zniesiony przez mutację obecną w białku
TOR1A [31]. Ponieważ wiadomo również, że podwyższony
poziom ekspresji genu torsyny 1A obserwuje się zwłaszcza
w neuronach dopaminergicznych istoty czarnej [32,33], a z
kolei charakterystyczną cechą dystonii torsyjnej typu 1 jest
38
powiększenie ciał komórek neuronów dopaminergicznych
oraz podwyższony metabolizm dopaminy, korelujący dodatkowo ze zmniejszoną liczbą receptorów D1 i D2 w ciele prążkowym [34-36], to wszystkie te obserwacje zgodnie
wskazują na znaczący udział torsyny 1A w regulowaniu
transportu dopaminy, sugerując przy tym dość jednoznacznie wpływ zmutowanej torsyny 1A na zaburzenie równowagi w szlaku związanym z dopaminą u chorych z DYT1.
Za znaczącym udziałem torsyny 1A w transporcie synaptycznym przemawiają ponadto wyniki badań nad jej
oddziaływaniem z polipeptydem KLC1 (ang. Kinesin Light Chain 1), wchodzącym w skład heterotetramerycznego
białka motorowego kinezyny 1 [30]. Torsyna 1A wykazuje
kolokalizację z KLC1 w dystalnych zakończeniach aksonalnych. Prawidłowe warianty torsyny A podejrzewane są o
indukowanie zmian konformacyjnych w KLC1, co wydaje
się regulować oddziaływanie kinezyny 1 z ligandami. Z
kolei zmutowana forma torsyny 1A nie wiąże się z KLC1,
co przypuszczalnie prowadzi do powstania dużych wewnątrzkomórkowych inkluzji, których obecność wpływa
negatywnie nie tylko na transport aksonalny, ale również
na proces sortowania białek w komórce.
Kolejny dowód na udział torsyny 1A w procesie wydzielania do macierzy zewnątrzkomórkowej stanowią wyniki
badań przeprowadzonych na fibroblastach pochodzących
od osób zdrowych i pacjentów z DYT1. Dzięki monitorowaniu procesu wydzielania białek przy użyciu reportera
lucyferazowego stwierdzono obniżenie tempa tej sekrecji
w fibroblastach pacjentów dystonicznych [37], przy czym
podobny efekt osiągnięto wyciszając ekspresję genu DYT1
w fibroblastach osób zdrowych, co sugeruje, że fizjologiczny poziom białka TOR1A jest niezbędny do prawidłowego
funkcjonowania transportu pęcherzykowego w komórce
[38].
TORSYNA 1A JAKO BIAŁKO OPIEKUŃCZE?
Jedna z popularniejszych hipotez dotyczących potencjalnego mechanizmu patogenezy DYT1 zakłada funkcjonowanie torsyny A jako białka opiekuńczego, odpowiedzialnego za zahamowanie lub spowolnienie procesu agregacji
różnych białek [39,40] lub też za inicjowanie degradacji
nieprawidłowo sfałdowanych polipeptydów [41,42]. Choć
hipotezę tę uwiarygodnia fakt, że wiele innych ATPaz z
nadrodziny AAA+ pełni funkcję białek opiekuńczych, to
nie jest jasne, w jaki sposób białko lokalizujące się głównie
w świetle ER i NE (a dodatkowo zapewne w niektórych pęcherzykowatych strukturach synaptycznych), miałoby bezpośrednio powstrzymywać agregację niektórych białek cytoplazmatycznych, sugerowanych jako substraty dla opiekuńczej aktywności torsyny 1A. Przykładem takich wątpliwości może być chociażby sugerowany niegdyś udział
torsyny 1A w hamowaniu agregacji synukleiny α, białka
zaangażowanego w patogenezę choroby Parkinsona [39].
Wyniki tych stosunkowo wczesnych badań nie doczekały
się jak dotąd dodatkowego potwierdzenia, a w ogłoszonej
stosunkowo niedawno pracy podważono istnienie jakiegokolwiek ochronnego wpływu torsyny 1A w odniesieniu do
agregacji i toksyczności synukleiny α [43].
www.postepybiochemii.pl
Jeden z ciekawszych przypadków potencjalnej opiekuńczej aktywności torsyny 1A dotyczy jej związków z innym
białkiem zaangażowanym w patogenezę dystonii. Wykazano bowiem udział torsyny 1A w inicjacji procesu degradacji patogennych wariantów białka SGCE (znanego również
jako sarkoglikan ε), którego mutacje są przyczyną wystąpienia objawów dystonii typu 11 (DYT11). Sarkoglikan ε obecny jest głównie w błonie komórkowej neuronów, podczas
gdy zmutowany wariant tego białka zostaje zatrzymany
wewnątrz komórki, gdzie związany jest z ER i kierowany
do degradacji proteosomalnej. Zmutowana torsyna A nie
jest zdolna do inicjowania procesu usuwania nieprawidłowych wariantów sarkoglikanu ε, co wskazuje na potencjalne znaczenie tego procesu dla patogenezy DYT1 [42].
Wielu badaczy wskazuje na potencjalne ochronne działanie torsyny 1A w odniesieniu do ogólnych skutków działania stresu oksydacyjnego. Dowodem na takie działanie
ochronne może być między innymi fakt, że nadprodukcja
białka torp4a (będącego homologiem ludzkiej torsyny 1A)
u muszki owocowej (Drosophila melanogaster) przeciwdziała degeneracji neuronów w siatkówce oka, a z kolei wyciszenie ekspresji genu kodującego to białko przyspiesza ów
proces neurodegeneracji [44]. Także wyniki innych badań
przeprowadzanych w różnych układach doświadczalnych
sugerują, że torsyna 1A zmniejsza szkodliwe skutki działania stresu oksydacyjnego [45-48]. Szczególna wrażliwość
neuronów na działanie stresu oksydacyjnego jest oczywiście zjawiskiem, które zwiększa prawdopodobieństwo
ewentualnego wpływu osłabienia wszelkich potencjalnych
mechanizmów ochrony przed stresem na patogenezę rozmaitych chorób neurologicznych, w tym także dystonii torsyjnej typu 1. W chwili obecnej trudno jest jednak określić,
jaki konkretny mechanizm komórkowy leżałby u podstaw
owej ochronnej funkcji torsyny 1A.
UWAGI KOŃCOWE
Choć torsyna 1A jest stosunkowo niewielkim białkiem
o dość prostej budowie, wyniki dotychczasowych badań
wskazują na ogromną rozmaitość funkcji pełnionych przez
ten polipeptyd w różnych przedziałach komórkowych,
a należy zaznaczyć, że niniejsze opracowanie nie zawiera
pełnej listy jego potencjalnych partnerów [49]. Większość
proponowanych funkcji torsyny 1A ma kluczowe znaczenie przede wszystkim dla prawidłowego działania komórek nerwowych, co dotyczy chociażby transportu granul
megaRNP z transkryptami synaptycznymi, regulacji rozmaitych elementów synaptycznego transportu pęcherzykowego czy niesprecyzowanej dotąd bliżej funkcji ochronnej przed skutkami stresu oksydacyjnego. Ta rozmaitość
sugerowanych funkcji nie pozwala na razie jednoznacznie
określić głównego elementu z szerokiego zakresu aktywności torsyny 1A, który decydowałby o patogenności mutacji
odpowiedzialnej za dystonię torsyjną typu 1.
Zarówno dominujący charakter mutacji odpowiedzialnej za DYT1, jak i (przede wszystkim) dość znaczący fakt,
że tylko jedna z wielu znanych mutacji w genie DYT1 jest
bezsprzecznie związana z patogenezą tej choroby, pozwalają przypuszczać, że pojawieniu się owej konkretnej patoPostępy Biochemii 61 (1) 2015
gennej mutacji ΔE302/303 towarzyszy nabycie przez białko
pewnej toksycznej dla komórki funkcji, decydującej o rozwoju choroby. Jednoznaczne przyjęcie powyższego założenia wzbudza oczywiście nieco wątpliwości, ponieważ trudno definitywnie odrzucić kilka alternatywnych wytłumaczeń omawianego paradoksu, jak chociażby wytłumaczenia opartego na potencjalnym dominującym negatywnym
efekcie mutacji, przy dość prawdopodobnym założeniu, że
torsyna 1A funkcjonuje jako oligomer (heksamer), podobnie
jak większość innych białek AAA+. Mimo wszystko warto jednak zauważyć, że wyselekcjonowanie tych potencjalnych funkcji torsyny 1A, które byłyby zgodne z nabyciem,
a nie utratą funkcji przez zmutowany wariant białka, może
w przyszłości zawęzić sferę poszukiwań do kilku najciekawszych pod tym względem funkcji białka, choć w chwili
obecnej nasza wiedza nie wydaje się być wystarczająca do
dokonania takiego wyboru.
Obecnie stosuje się co najmniej kilka różnych metod leczenia dystonii torsyjnej typu 1, jednak zarówno ich skuteczność, jak i dostępność dla chorych, są dosyć ograniczone. Leczenie farmakologiczne opiera się na podawaniu
chorym leków lub zastrzyków zmniejszających napięcie
mięśniowe. Najcięższe postaci choroby leczone są chirurgicznie. Zabiegi takie obejmują talamotomię lub palidotomię oraz wybiórczą denerwację [50]. Obiecującą metodą
leczenia chirurgicznego jest tzw. głęboka stymulacja mózgu
(ang. deep brain stimulation, DBS), polegająca na stymulacji
odpowiedniego obszaru mózgu impulsami elektrycznymi,
generowanymi przez rozrusznik połączony ze stymulatorem, wszczepianym podskórnie w okolicy klatki piersiowej
[51-53]. Nie ulega jednak wątpliwości, że istnieje zapotrzebowanie na skuteczną i jednocześnie niezbyt inwazyjną
formę terapii tej choroby, dlatego należy przyglądać się z
uwagą najbliższym odkryciom dotyczącym molekularnego
i komórkowego podłoża DYT1.
PIŚMIENNICTWO:
1. Fahn S, Bressman SB, Marsden CD (1998) Classification of dystonia.
Adv Neurol 78: 1-10
2. Müller U (2009) The monogenic primary dystonias. Brain 132: 20052025
3. Müller U, Kupke KG (1990) The genetics of primary torsion dystonia.
Hum Genet 84: 107-115
4. Cheng FB, Wan XH, Zhang Y, Miao J, Sun Y, Sun YB, Feng JC (2013)
TOR1A sequence variants and the association with early-onset primary dystonia in the Chinese Han population. Parkinsonism Relat Disord
9: 399-401
5. Calakos N, Patel VD, Gottron M, Wang G, Tran-Viet KN, Brewington
D, Beyer JL, Steffens DC, Krishnan RR, Züchner S (2010) Functional
evidence implicating a novel TOR1A mutation in idiopathic, late-onset
focal dystonia. J Med Genet 47: 646-650
6. Zirn B, Grundmann K, Huppke P, Puthenparampil J, Wolburg H, Riess
O, Müller U (2008) Novel TOR1A mutation p.Arg288Gln in early-onset dystonia (DYT1). J Neurol Neurosurg Psychiatry 79: 1327-1330
7. Leung JC, Klein C, Friedman J, Vieregge P, Jacobs H, Doheny D,
Kamm C, DeLeon D, Pramstaller PP, Penney JB, Eisengart M, Jankovic J, Gasser T, Bressman SB, Corey DP, Kramer P, Brin MF, Ozelius
LJ, Breakefield XO (2001) Novel mutation in the TOR1A (DYT1) gene
in atypical early onset dystonia and polymorphisms in dystonia and
early onset parkinsonism. Neurogenetics 3: 133-143
8. Clarimon J, Asgeirsson H, Singleton A, Jakobsson F, Hjaltason H,
Hardy J, Sveinbjornsdottir S (2005) Torsin A haplotype predisposes to
idiopathic dystonia. Ann Neurol 57: 765-767
39
9. Kock N, Naismith TV, Boston HE, Ozelius LJ, Corey DP, Breakefield
XO, Hanson PI (2006) Effects of genetic variations in the dystonia protein torsinA: identification of polymorphism at residue 216 as protein
modifier. Hum Mol Genet 15: 1355-1364
10.Risch NJ, Bressman SB, Senthil G, Ozelius LJ (2007) Intragenic Cis and
Trans modification of genetic susceptibility in DYT1 torsion dystonia.
Am J Hum Genet 80: 1188-1193
11.Kamm C, Fischer H, Garavaglia B, Kullmann S, Sharma M, Schrader
C, Grundmann K, Klein C, Borggraefe I, Lobsien E, Kupsch A, Nardocci N, Gasser T (2008) Susceptibility to DYT1 dystonia in European patients is modified by the D216H polymorphism. Neurology 70:
2261-2262
12.Ozelius LJ, Hewett JW, Page CE, Bressman SB, Kramer PL, Shalish C,
de Leon D, Brin MF, Raymond D, Corey DP, Fahn S, Risch NJ, Buckler
AJ, Gusella JF, Breakefield XO (1997) The early-onset torsion dystonia
gene (DYT1) encodes an ATP-binding protein. Nat Genet 17: 40-48
13.Zhu L, Millen L, Mendoza JL, Thomas PJ (2010) A unique redox-sensing sensor II motif in TorsinA plays a critical role in nucleotide and
partner binding. J Biol Chem 285: 37271-37280
14.Vander Heyden AB, Naismith TV, Snapp EL, Hanson PI (2011) Static
retention of the lumenal monotopic membrane protein torsinA in the
endoplasmic reticulum. EMBO J 30: 3217-3231
15.Augood SJ, Penney JB Jr, Friberg IK, Breakefield XO, Young AB, Ozelius LJ, Standaert DG (1998) Expression of the early-onset torsion dystonia gene (DYT1) in human brain. Ann Neurol. 43: 669-673
28.Granata A, Watson R, Collinson LM, Schiavo G, Warner TT (2008) The
dystonia-associated protein torsinA modulates synaptic vesicle recycling. J Biol Chem 283: 7568-7579
29.Augood SJ, Keller-McGandy CE, Siriani A, Hewett J, Ramesh V, Sapp
E, DiFiglia M, Breakefield XO, Standaert DG (2003) Distribution and
ultrastructural localization of torsinA immunoreactivity in the human
brain. Brain Res 986: 12-21
30.Kamm C, Boston H, Hewett J, Wilbur J, Corey DP, Hanson PI, Ramesh
V, Breakefield XO (2004) The early onset dystonia protein torsinA interacts with kinesin light chain 1. J Biol Chem 279: 19882-199892
31.Torres GE, Sweeney AL, Beaulieu JM, Shashidharan P, Caron MG
(2004) Effect of torsinA on membrane proteins reveals a loss of function and a dominant-negative phenotype of the dystonia-associated
DeltaE-torsinA mutant. Proc Natl Acad Sci USA 101: 15650-15655
32.Augood SJ, Penney JB Jr, Friberg IK, Breakefield XO, Young AB, Ozelius LJ, Standaert DG (1998) Expression of the early-onset torsion dystonia gene (DYT1) in human brain. Ann Neurol 43: 669-673
33.Augood SJ, Martin DM, Ozelius LJ, Breakefield XO, Penney JB Jr, Standaert DG ( 1999) Distribution of the mRNAs encoding torsinA and
torsinB in the normal adult human brain. Ann Neurol 46: 761-769
34.Augood SJ, Hollingsworth Z, Albers DS, Yang L, Leung JC, Muller B,
Klein C, Breakefield XO, Standaert DG (2002) Dopamine transmission
in DYT1 dystonia: a biochemical and autoradiographical study. Neurology 59: 445-448
16.Wright R, Basson M, D’Ari L, Rine J (1988) Increased amounts of
HMG-CoA reductase induce “karmellae”: a proliferation of stacked
membrane pairs surrounding the yeast nucleus. J Cell Biol 107: 101-114
35.Rostasy K, Augood SJ, Hewett JW, Leung JC, Sasaki H, Ozelius LJ,
Ramesh V, Standaert DG, Breakefield XO, Hedreen JC (2003) TorsinA
protein and neuropathology in early onset generalized dystonia with
GAG deletion. Neurobiol Dis 12: 11-24
17.Gonzalez-Alegre P, Paulson HL (2004) Aberrant cellular behavior of
mutant torsinA implicates nuclear envelope dysfunction in DYT1 dystonia. J Neurosci 24: 2593-2601
36.McNaught KS, Kapustin A, Jackson T, Jengelley TA, Jnobaptiste R,
Shashidharan P, Perl DP, Pasik P, Olanow CW(2004) Brainstem pathology in DYT1 primary torsion dystonia. Ann Neurol 56: 540-547
18.Speese SD, Ashley J, Jokhi V, Nunnari J, Barria R, Li Y, Ataman B,
Koon A, Chang YT, Li Q, Moore MJ, Budnik V (2012) Nuclear envelope budding enables large ribonucleoprotein particle export during
synaptic Wnt signaling. Cell 149: 832-846
37.Hewett JW, Tannous B, Niland BP, Nery FC, Zeng J, Li Y, Breakefield
XO (2007) Mutant torsinA interferes with protein processing through
the secretory pathway in DYT1 dystonia cells. Proc Natl Acad Sci USA
104: 7271-7276
19.Jokhi V, Ashley J, Nunnari J, Noma A, Ito N, Wakabayashi-Ito N,
Moore MJ, Budnik V (2013) Torsin mediates primary envelopment of
large ribonucleoprotein granules at the nuclear envelope. Cell Rep 3:
988-995
38.Hewett JW, Nery FC, Niland B, Ge P, Tan P, Hadwiger P, Tannous BA,
Sah DW, Breakefield XO (2008) siRNA knock-down of mutant torsinA
restores processing through secretory pathway in DYT1 dystonia cells.
Hum Mol Genet 17: 1436-1445
20.Goodchild RE, Kim CE, Dauer WT (2005) Loss of the dystonia-associated protein torsinA selectively disrupts the neuronal nuclear envelope.
Neuron 48: 923-932
39.McLean PJ, Kawamata H, Shariff S, Hewett J, Sharma N, Ueda K,
Breakefield XO, Hyman BT (2002) TorsinA and heat shock proteins act
as molecular chaperones: suppression of alpha-synuclein aggregation.
J Neurochem 83: 846-854
21.Vander Heyden AB, Naismith TV, Snapp EL, Hodzic D, Hanson PI
(2009) LULL1 retargets TorsinA to the nuclear envelope revealing an
activity that is impaired by the DYT1 dystonia mutation. Mol Biol Cell
20: 2661-2672
22.Goodchild RE, Dauer WT (2004) Mislocalization to the nuclear envelope: an effect of the dystonia-causing torsinA mutation. Proc Natl Acad
Sci USA 101: 847-852
23.Giles LM, Li L, Chin LS (2009) Printor, a novel torsinA-interacting protein implicated in dystonia pathogenesis. J Biol Chem 284: 21765-21775
24.Nery FC, Zeng J, Niland BP, Hewett J, Farley J, Irimia D, Li Y, Wiche
G, Sonnenberg A, Breakefield XO (2008) TorsinA binds the KASH domain of nesprins and participates in linkage between nuclear envelope
and cytoskeleton. J Cell Sci 121: 3476-3486
25.Zhao C, Brown RS, Chase AR, Eisele MR, Schlieker C (2013) Regulation of Torsin ATPases by LAP1 and LULL1 Proc Natl Acad Sci USA
110: E1545-54
26.Crisp M, Liu Q, Roux K, Rattner JB, Shanahan C, Burke B, Stahl PD,
Hodzic D (2006) Coupling of the nucleus and cytoplasm: role of the
LINC complex. J Cell Biol 172: 41-53
27.Wilhelmsen K, Litjens SH, Kuikman I, Tshimbalanga N, Janssen H,
van den Bout I, Raymond K, Sonnenberg A (2005) Nesprin-3, a novel
outer nuclear membrane protein, associates with the cytoskeletal linker protein plectin. J Cell Biol 171: 799-810
40
40.Caldwell GA, Cao S, Sexton EG, Gelwix CC, Bevel JP, Caldwell KA
(2003) Suppression of polyglutamine-induced protein aggregation in
Caenorhabditis elegans by torsin proteins. Hum Mol Genet 12: 307-319
41.Zimprich A, Grabowski M, Asmus F, Naumann M, Berg D, Bertram
M, Scheidtmann K, Kern P, Winkelmann J, Müller-Myhsok B, Riedel
L, Bauer M, Müller T, Castro M, Meitinger T, Strom TM, Gasser T
(2001) Mutations in the gene encoding epsilon-sarcoglycan cause myoclonus-dystonia syndrome. Nat Genet 29: 66-69
42.Esapa CT, Waite A, Locke M, Benson MA, Kraus M, McIlhinney RA,
Sillitoe RV, Beesley PW, Blake DJ (2007) SGCE missense mutations
that cause myoclonus-dystonia syndrome impair epsilon-sarcoglycan
trafficking to the plasma membrane: modulation by ubiquitination
and torsinA. Hum Mol Genet 16: 327-342
43.Li X, Lee J, Parsons D, Janaurajs K, Standaert DG (2012) Evaluation of
TorsinA as a target for Parkinson disease therapy in mouse models.
PLoS One 7:e50063. doi: 10.1371/journal.pone.0050063
44.Muraro NI, Moffat KG (2006) Down-regulation of torp4a, encoding
the Drosophila homologue of torsinA, results in increased neuronal
degeneration. J Neurobiol 66: 1338-1353
45.Hewett J, Ziefer P, Bergeron D, Naismith T, Boston H, Slater D, Wilbur J, Schuback D, Kamm C, Smith N, Camp S, Ozelius LJ, Ramesh V,
Hanson PI, Breakefield XO (2003) TorsinA in PC12 cells: localization
in the endoplasmic reticulum and response to stress. J Neurosci Res
72: 158-168
www.postepybiochemii.pl
46.Kuner R, Teismann P, Trutzel A, Naim J, Richter A, Schmidt N, von
Ahsen O, Bach A, Ferger B, Schneider A (2003) TorsinA protects against oxidative stress in COS-1 and PC12 cells. Neurosci Lett 350: 153156
47.Shashidharan P, Paris N, Sandu D, Karthikeyan L, McNaught KS,
Walker RH, Olanow CW (2004) Overexpression of torsinA in PC12
cells protects against toxicity. J Neurochem 88: 1019-1025
48.Chen P, Burdette AJ, Porter JC, Ricketts JC, Fox SA, Nery FC, Hewett
JW, Berkowitz LA, Breakefield XO, Caldwell KA, Caldwell GA (2010)
The early-onset torsion dystonia-associated protein, torsinA, is a homeostatic regulator of endoplasmic reticulum stress response. Hum
Mol Genet 19: 3502-3515
49.Granata A, Schiavo G, Warner TT (2009) TorsinA and dystonia: from
nuclear envelope to synapse. J Neurochem 109: 1596-1609
50.Szołna A, Harat M, Gryz J (2006) Leczenie dystonia pierwotnej stereotaktyczną palidotomią i talamontomią. Neurologia Neurochirurgia
Polska 40:186-193
51.Coubes P, Roubertie A, Vayssiere N, Hemm S, Echenne B (2000) Treatment of DYT1-generalised dystonia by stimulation of the internal
globus pallidus. Lancet 355: 2220-2221
52.Coubes P, Vayssiere N, El Fertit H, Hemm S, Cif L, Kienlen J, Bonafe
A, Frerebeau P (2002) Deep brain stimulation for dystonia. Surgical
technique. Stereotact Funct Neurosurg 78:183-191
53.Volkmann J, Herzog J, Kopper F, Deuschl G (2002) Introduction to the
programming of deep brain stimulators. Mov Disord Suppl 3: S181187
Torsin 1A and the pathomechanism of torsion dystonia type 1
Marta Jurek, Michał Milewski
Institute of Mother and Child, Department of Medical Genetics, Laboratory of Cell Biology, 17A Kasprzaka St., 01-211 Warsaw, Poland

e-mail: [email protected]
Key words: torsin 1A, torsion dystonia, endoplasmic reticulum, chaperon protein
ABSTRACT
Torsin 1A is a protein mutated in torsion dystonia type 1, a hereditary neurological disorder of early onset and variable clinical picture. The
basic cellular function of torsin 1A, a polypeptide localized predominantly in the endoplasmic reticulum and nuclear envelope, remains
unknown, although the protein is suspected of being involved in many different cellular processes, including regulating a proper structure
and function of nuclear envelope, contributing to the synaptic vesicular trafficking, or assisting in proper folding of misfolded proteins. This
review summarizes the current state of knowledge regarding the potential functions of torsin 1A in the context of hypothetical pathomechanisms responsible for torsion dystonia type 1.
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
41