Wiek jako czynnik modyFikujący proFil izoForm cytochromu P450 w

&ARM0RZEGL.AUK†
7IEKJAKOCZYNNIKMODYFIKUJ’CYPROFILIZOFORMCYTOCHROMU0
WW’TROBIESZCZURA
!GEMODIFICATIONCYTOCHROME0ISOFORMSCONTENTINRATLIVER
!NDRZEJ0LEWKA$ANUTA0LEWKA*ACEK-ARCZYÊSKI*ÌZEF7ALOSZEK
:AKŒAD0ROTEOMIKIgL’SKI5NIWERSYTET-EDYCZNYW+ATOWICACH
+ATEDRA-ORFOLOGII:AKŒAD(ISTOLOGIIgL’SKI5NIWERSYTET-EDYCZNYW+ATOWICACH
Streszczenie
Nadal powszechne zainteresowanie budzi nie tylko rozwój poszczególnych enzymów związanych z metabolizmem substancji endo- i egzogennych w okresie płodowym i początkowej fazie życia pozapłodowego, ale także
ich ewolucja w zaawansowanym wieku.
Celem prezentowanych badań było wykazanie jak zmienia się profil izoform cytochromu P450 związanych
z metabolizmem ksenobiotyków w funkcji wieku szczura. Badania przeprowadzono na samcach szczurzych rasy
Wistar. Doświadczenie obejmowało 8 grup wiekowych,
tj. szczury: 0.5-, 1-, 2-, 4-, 8-, 12-, 20- i 28 miesięczne.
W wyizolowanej z wątroby frakcji mikrosomalnej oceniano poziomy następujących białek: CYP3A1, CYP2C11,
CYP2C6, CYP2C12, CYP2A1 i CYP2A2.
Wykazano, że z ocenianych izoform, trzy, tj. CYP3A1,
CYP2C11 i CYP2C6 były obserwowane we wszystkich
badanych przedziałach wiekowych. I tak, izoforma CYP3A1 począwszy od 1 miesiąca życia szczura utrzymywała porównywalny poziom we wszystkich ocenianych grupach wiekowych. Poziom CYP2C11 najwyższą wartość
osiągał już w pierwszym miesiącu, po czym poziom ten
delikatnie, sukcesywnie opadał do końca życia szczura.
Trzecia z ocenianych izoform, tj. CYP2C6 zachowywała
się podobnie jak izoforma CYP2C11.
Na podstawie badań można wywnioskować, że ogólne
zmiany zawartości cytochromu P450 nie wynikają ze
zsynchronizowanych zmian, przynajmniej głównych izoform konstytucyjnych tej hemoproteiny.
Abstract
Not only the development of the individual enzymes connected with the metabolism of endo- and exogenous substances during the foetal period and in the first phase of
life after birth still arouse general interest but also their
evolution in advanced age.
The aim of the presented researches was to demonstrate
how the profile of the cytochrome P450 isoforms connected with the xenobiotic metabolism is changing in the
function of the age.
The researches were done on male rats (breed Wistar).
The research series concerned 8 age groups of the rats:
0,5-, 1-, 2-, 4-, 8-, 12-, 20- and 28 months old. There were
evaluated the levels of the following proteins: CYP3A1,
CYP2C11, CYP2C6, CYP2C12, CYP2A1 and CYP2A2
in the isolated from the liver microsomal fraction.
It was proved that three of the evaluated isoforms:
CYP3A1, CYP2C11 and CYP2C6 were observed in all
researched age brackets. Starting from the 1 month of the
rat life the CYP3A1 isoform was keeping comparable
level in all evaluated age groups. The level of CYP2C11
reached the highest value in the first month and after that
this level slightly, successively was decreasing to the end
of the rat life. The third one isoform CYP2C6 behaved
similarly to the CYP2C11 isoform.
According to the researches we can conclude that general
changes of the cytochrome P450 content do not result
from the synchronized changes, at least main constitutional isoforms of this hemoprotein.
Słowa kluczowe: szczur, wątroba, wiek, cytochrom P450,
CYP
Key words: rat, liver, ageing, cytochrome P450, CYP
Wstęp
Enzymy biotransformujące podlegają ewolucji ilościowej i jakościowej w trakcie ontogenezy [1, 2]. Wynika to
między innymi z ewolucji genów, zmian składu frakcji lipidowej błon, a tym samym spadku jej płynności [3]. Mikrosomalny transport elektronów ulega modyfikacji, a konsekwencją tego jest zmiana aktywności monooksygenaz
zależnych od cytochromu P450 [4-7].
Ogólne zainteresowanie budzi nie tylko rozwój poszczególnych enzymów związanych z metabolizmem substancji
endo- i egzogennych w okresie płodowym i początkowej
fazie życia pozapłodowego, ale także ich ewolucja u osobników w zaawansowanym wieku. Wyniki wielu prac eksponują istnienie zależności między wiekiem zwierząt a aktywnością poszczególnych ogniw mikrosomalnego układu
metabolizującego ksenobiotyki [8, 9]. Analizowano takie
parametry jak zawartość białka mikrosomalnego, cytochromu P450, aktywność reduktazy NADPH-cytochrom P450,
hydroksylacji aniliny, N-demetylacji 4-aminopiryny i innych. Stwierdzono, że większość badanych parametrów wykazywała tendencję spadkową w okresie starzenia. Pomimo
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
wielu lat badań, nadal trudno jednoznacznie zidentyfikować
przemiany, jakim podlegają składniki układu monooksygenaz
zależnych od cytochromu P450 w okresie starzenia szczurów.
Część badaczy podkreślała spadek zawartości cytochromu
P450 i aktywności reduktazy współpracującej z nim, inni
sugerują, że wraz z wiekiem nie występuje istotny spadek
całkowitej zawartości cytochromu P450, cytochromu b5 ani
aktywności obu reduktaz [10-12]. Wspomniane grupy badaczy są jednak zgodne co do zmian specyficzności substratowej monooksygenaz zależnych od cytochromu P450 w fazie
starzenia się. Wykazano między innymi w tym okresie spadek
hydroksylacji aniliny, ale równoczesne pewne podwyższenie
O-deetylacji p-nitroanizolu. Przyczyn takich zmian specyficzności substratowej autorzy upatrują w ewolucji w proporcjach różnych izoform cytochromu P450 [5, 13-15].
Klucz do pełnego zrozumienia szerokiej roli cytochromu(ów) P450 w ustrojowych przemianach biochemicznych
tkwi w istnieniu jego licznych form. Izoformy (izoenzymy)
modyfikowane są przez różnorodne czynniki, w tym związki
chemiczne, np. induktory. Omawiane hemoproteiny należą
do grupy cytochromów typu b o masie cząsteczkowej w zakresie 46.000-58.000. Cechują się konserwatywną sekwencję
aminokwasową w tym fragmencie peptydowym, który wzbogacony jest w cysteinę. W pozostałym obszarze łańcucha
białkowego izoenzymy te różnią się znacznie, co wiąże się
z ich odmienną specyficznością substratową i stanowi podstawę molekularną różnorodności cytochromu P450 [16-20].
Celem badań było wykazanie jak zmienia się profil izoform cytochromu P450 związanych z metabolizmem ksenobiotyków w funkcji wieku. Szczególnie ważne było określenie zestawu tych izoform w okresie młodości, dojrzewania
i dojrzałości płciowej oraz w fazie starzenia się i starości.
w roztworze soli fizjologicznej, wątroby cięto na niewielkie
skrawki i rozdrabniano w homogenizatorze Pottera-Elvehjema z tłokiem teflonowym, przy 400 obrotach na minutę
i czterech pełnych ruchach tłoka. Środowiskiem homogenizacyjnym był 0,25 molowy roztwór sacharozy w 10 milimolowym buforze Tris-HCl o pH=7,4. Na 1 gram tkanki
dodawano 5 cm3 tego roztworu. Ten i kolejne etapy obróbki
wątroby prowadzano w temperaturze 2-40 C.
Czyste frakcje mikrosomalne zawieszano w zbuforowanym 20% o/o roztworze glicerolu, tak aby stężenie białka
było nie mniejsze niż 5 mg/cm3. Próby te natychmiast zamrażano w temperaturze -200 C.
Rozdział elektroforetyczny i elektrobloting
Podłożem roboczym używanym do rozdziału elektroforetycznego białek był żel poliakrylamidowy o grubości
1 mm i długości 15 cm a sam rozdział odbywał się w układzie opisanym przez Laemmliego [22]. W swoim początkowym odcinku złoże było 4% żelem (tzw. stacking gel)
w 0,125 milimolowym Tris-HCl (pH 6,8) zawierającym 0,1%
SDS. Część robocza złoża to 10% żel (tzw. running gel) w 0,375
milimolowym Tris-HCl (pH 8,8) zawierającym także 0,1%
SDS. W przestrzeniach wokółelektrodowych stosowano 0,1%
roztwór SDS, zawierający w 1 dm3 6 g Tris i 28,8 g glicyny.
W miarę potrzeby pH tego roztworu ustawiano na 8,5.
Po zakończeniu elektroforezy białka z żelu zostały przeniesione na błonę nitrocelulozową, stosując elektrobloting
mokry. Transfer trwał 1 godzinę przy napięciu 100 V w buforze o pH 8,3 o składzie: 25 milimolowy Tris-HCl, 192 milimolowa glicyna i 20% o/o metanol.
Wykrywanie antygenów
Materiały i metody
Zwierzęta
Badania przeprowadzono na samcach szczurzych rasy
Wistar. Zwierzęta pochodziły z hodowli Centralnej Zwierzętarni Śląskiego Uniwersytetu Medycznego w Katowicach-Ligocie. Serie badawcze obejmowały 8 grup wiekowych,
tj. szczury: 0.5-, 1-, 2-, 4-, 8-, 12-, 20- i 28 miesięczne.
W grupie 0.5 miesięcznej w każdej serii badawczej na
1 punkt pomiarowy przypadało siedem wątrób szczurzych,
w grupie 1 miesięcznej trzy wątroby a w pozostałych grupach jedna. Zwierzęta grupy najmłodszej przebywały cały
czas z matkami. Po usamodzielnieniu się, każde zwierzę
przebywało osobno w klatkach plastikowych a hodowla była
prowadzona w tym samym pomieszczeniu o ustalonej wilgotności powietrza (około 60%), temperaturze (20-220 C) i rytmie
12-godzinowego oświetlenia (dzień-noc: 600-1800). Szczury
karmiono paszą standardową (LSM), którą usuwano na 12 godzin przed zabiciem, pozostawiając wolny dostęp do wody.
Szczury zabijano przez dekapitację. Natychmiast pobierano wątroby i umieszczano je w lodowatym roztworze soli
fizjologicznej.
Izolacja frakcji mikrosomalnej
Wątrobową frakcję mikrosomalną izolowano według
metody Dallnera [21]. Po kilkukrotnym przepłukaniu
Nitroceluloza po transferze była inkubowana przez 30
minut w temperaturze pokojowej w roztworze blokującym
(1% buforowana kazeina), a następnie z odpowiednim przeciwciałem pierwotnym przez całą noc w temperaturze 40 C.
Przeciwciała odnosiły się do następujących białek: CYP3A1,
CYP2C11, CYP2C6, CYP2C12, CYP2A1 i CYP2A2.
Po usunięciu przeciwciała, błona nitrocelulozowa była
3-krotnie płukana w roztworze kazeiny, a następnie inkubowana przez 30 minut z odpowiednim biotynylowanym
przeciwciałem wtórnym. W kolejnym etapie błona została
umieszczona w roztworze ABC na 10 minut (ABC - kompleks awidyna-biotynylowana-peroksydaza). Po usunięciu
tego roztworu i wypłukaniu, nitrocelulozę równoważono
przez 5 minut 0,1 molowym buforem Tris-HCl o pH 9.5,
a następnie dodano roztwór substratu (BCIP/NBT). Całość
była inkubowana przez 30 minut w ciemności, płukana
w buforze PBS i suszona. Wybarwione bloty poddano ilościowej analizie densytometrycznej.
Wyniki
Z ocenianych izoform cytochromu P450, trzy obserwowano we wszystkich grupach wiekowych. Należały do nich:
CYP3A1, CYP2C11 oraz CYP2C6. Gdyby przyjąć za punkt
wyjścia grupę najmłodszą (umowne 100%), to już u zwierząt 1 miesięcznych stwierdzono bardzo wyraźny wzrost zawartości izoformy CYP3A1, przekraczający 530% (Ryc. 1).
&ARM0RZEGL.AUK
W kolejnych grupach wiekowych stężenie tej izoformy było
nieco niższe, bowiem mieściło się w przedziale 340-400%
wartości grupy najmłodszej. Ten ustabilizowany poziom
omawianej izoformy trwał conajmniej aż do 20 miesiąca życia szczura. W grupie najstarszej ujawnił się ponownie silny
wzrost zawartości CYP3A1, przekraczając 650% wartości
grupy 0,5 miesięcznej.
Kolejną izoformą, której obecność ujawniono w całym
badanym przedziale czasowym było białko CYP2C11. Do
2. miesiąca życia pozapłodowego jej zawartość rosła do
450% wartości grupy najmłodszej. Od tej momentu obserwowano delikatnie pogłębiający się spadek tej izoformy aż
do poziomu grupy najmłodszej po upływie 1 roku życia. Od
tej chwili zaznaczył się ponowny, ale słabszy wzrost stężenia tej hemoproteiny, osiągając ostatecznie 200% wartości
grupy 0,5 miesięcznej u zwierząt najstarszych.
Trzecia z ocenianych izoform, tj. CYP2C6 zachowywała
się początkowo podobnie jak izoforma CYP2C11. I tym razem do końca 2 miesiąca życia obserwowano szybki wzrost
zawartości tej izoformy, osiągając 5-krotny wzrost w porównaniu z grupą 0,5 miesięczną. W kolejnych przedziałach
czasowych poziom CYP2C6 był nadal wysoki i oscylował
w granicach 330% wartości grupy najmłodszej.
Dyskusja
Szczegółowe rozważania dotyczące syntezy cytochromu
P450 w rozwoju ontogenetycznym wykazały, że proces ten
przebiega szczególnie intensywnie między 15 a 30 dniem
życia i jest kontynuacją procesu rozpoczętego w ostatnim
okresie ciąży i w pierwszych dniach po urodzeniu [23-25].
Po tym okresie proces ten zostaje wyhamowany, lub może
biec jeszcze przez kilka tygodni z różnym nasileniem. Zazwyczaj po 60 dniu życia pozapłodowego szczura ma miejsce wyraźne ograniczenie syntezy cytochromu P450 a następnie zaznacza się jego spadek, trwający co najmniej aż do
fazy starzenia się zwierząt [26].
Zmiany w ekspresji cytochromów P450 wynikające
z rozwoju organizmu u szczurów były badane zazwyczaj
w przedziale: tuż po urodzeniu aż do osiągnięcia pełnej
dojrzałości. Danych na temat zmian poziomów izoform
cytochromu P450 u zwierząt starych i bardzo starych jest
bardzo niewiele. W niektórych laboratoriach stwierdzono,
że ma miejsce czynnościowa feminizacja wątroby samców
szczurzych w czasie starzenia [27-29]. Aktywności enzymów metabolicznych, wysokie u młodych samców obniżały się u zwierząt starych do poziomu charakterystycznego
dla samic. W innym ośrodku [30] stwierdzono, że zależny
od wieku spadek aktywności metabolizmu leków u starych
samców jest związany z zanikiem specyficznej dla samców
izoformy CYP2C11. W naszych badaniach potwierdzono tę
obserwację, z tym, że bardzo wyraźny spadek zawartości
tej izoformy (do kilkudziesięciu pmoli/mg białka; Ryc. 1)
występował już w 1 roku życia szczura. W wątrobach dojrzałych płciowo samców szczurzych izoforma CYP2C11
jest głównym izoenzymem i stanowi zwykle nie mniej niż
50% całej puli cytochromów P450 [31]. Cytochrom ten, jak
i inne izoformy cytochromu P450 jest wrażliwy na hormony
[32-34] a ekspresja lub depresja tych izoform jest regulowana przez takie czynniki jak hormon wzrostu czy hormony
płciowe. Działanie czynników hormonalnych zmienia się
wraz z wiekiem [35-37] a zmiany te wpływają na poziom
cytochromu P450 [5].
Typowa dla samców izoforma CYP2C11 była stymulowana wiekiem zwierząt i osiągała wysokie stężenie już
w 1 miesiącu życia (Ryc. 1) a poziom ten utrzymywał się
conajmniej przez kilka następnych miesięcy. Z danych literaturowych wynika, że poziom tej izoformy obniża się
wyraźnie u samców 2-letnich, podczas gdy my wykazaliśmy, że praktycznie 3-krotna obniżka poziomu izoformy
CYP2C11 miała miejsce już w 12 miesiącu życia szczura.
Zauważyliśmy ponadto, że począwszy od 1 roku życia pojawiała się nowa izoforma cytochromu P450, tj. CYP2C12.
Z przeprowadzonej analizy wynikało, że izoforma CYP2C12
ilościowo uzupełniała ubytki izoformy CYP2C11.
Badany przez nas wpływ starzenia się na zawartość izoform cytochromu P450 wykazał, że rzeczywiście u zwierząt
starych miała miejsce tzw. feminizacja wątroby objawiająca
się zanikiem głównej konstytucyjnej męskiej izoformy cytochromu P450, tj. CYP2C11 i pojawieniem się izoformy
żeńskiej P450 - CYP2C12. Ujawnione w tej pracy zmiany
poziomów konstytucyjnych izoform P450 dobrze też ko-
[nM/mg]
0,3
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
0,5
1
2
4
8
12
20
28
Wie k s z c z urów w mie s iąc ac h
3A1
0,028
0,15
0,095
0,1
0,093
0,11
0,11
0,185
2C 11
0,056
0,25
0,25
0,21
0,2
0,216
0,137
0,112
2C 6
0,024
0,089
0,115
0,075
0,08
0,076
0,082
0,071
Ryc. 1. Zawartość głównych wątrobowych izoform cytochromu P450 (CYP) wyrażona w nanomolach/mg białka mikrosomalnego u szczurów w różnym wieku.
Wyniki przedstawiono jako wartości średnie dla przedziału ufności p<0,05.
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
relują z danymi literaturowymi dotyczącymi hydroksylacji
testosteronu [38-41]. Wykazaliśmy, że izoformy CYP3A1
i CYP2C6 były stymulowane w trakcie rozwoju zwierząt
młodych a ich poziom praktycznie nie zmieniał się u samców dorosłych. Regulacja izoformy CYP2C11 różniła się
od obu cytowanych białek a różnice te mogą wynikać ze
zmiany odpowiedzi CYP2C11 na obecność hormonu wzrostu [15, 42-44]. Sugeruje się, że u starych samców szczura
następuje przewartościowanie mechanizmu regulującego
poziom izoformy CYP2C11 z udziałem hormonu wzrostu
na typ żeński. Zatem nie tylko spadek poziomu testosteronu
w surowicy, ale także feminizacja rytmu wydzielania hormonu wzrostu może wpływać na ekspresję tej formy.
Kolejnymi konstytucyjnymi izoformami cytochromu
P450 występującymi we wszystkich ocenianych grupach
wiekowych były izoformy CYP2C6 oraz CYP3A1. Ich poziomy w grupach najmłodszych były bardzo niskie, rzędu
20 pM/mg białka, jednak już u zwierząt 1-miesięcznych rosły około 5-krotnie i utrzymywały podobny stan do końca
życia (Ryc. 1).
Izoformy CYP2C6 oraz CYP3A1 prawdopodobnie są
kontrolowane wyłącznie przez poziom hormonu wzrostu bez
względu na jego typ wydzielania i nie zależą od poziomu testosteronu. Wykazano np., że kastracja samców zaraz po urodzeniu nie zmienia poziomu izoformy CYP2C6. Wyniki naszych
badań należą do tej grupy prac, które potwierdzają hipotezę, że
każda z form cytochromu P450 zmienia swój poziom w sposób
niezależny od siebie w trakcie rozwoju i starzenia.
Zwraca uwagę dosyć wysoki (około 100 pikomoli/mg
białka) poziom izoformy CYP3A1 przez całe życie zwierzęcia. Należy pamiętać, że naturalnym substratem dla tej
izoformy jest progesteron, testosteron, kortyzol czy też androstendion [45]. Izoenzymy homologiczne do szczurzej
izoformy CYP3A1 zostały ujawnione w wątrobie większości ssaków, w tym u człowieka. Ponieważ są one indukowane przez glukokortykoidy, środki uspokajające i antybiotyki
makrolidowe [46-48] a równocześnie odpowiadają za 6βhydroksylację wielu steroidów androgennych [49-51], ich
inaktywacja przez powszechnie używane diuretyki ma duże
znaczenie kliniczne.
A zatem ogólne zmiany zawartości cytochromu P450
nie wynikają ze zsynchronizowanych zmian, przynajmniej
głównych izoform konstytucyjnych. Jest to szczególnie
dobrze widoczne na etapie starzenia się zwierząt, wśród
których obserwowano wzrost całkowitej zawartości cytochromu P450 [24, 25, 52-55], przy równoczesnym silnym
spadku głównej izoformy, tj. CYP2C11. Jak podano powyżej, w grupach najstarszych pojawiła się w to miejsce dodatkowa izoforma, tj. CYP2C12, ale obserwowano jeszcze
inne izoformy w tej fazie życia szczura. Były to cytochromy
CYP2A1 i CYP2A2.
Zmienione poziomy cytochromów P450 wynikające
z wieku wpływają na katalityczne aktywności mikrosomów
wątroby nie tylko w stosunku do substratów endogennych,
ale także w stosunku do ksenobiotyków, w tym leków [56].
Ponadto mogą odgrywać ważną rolę w homeostazie rozwijających się zwierząt, chociaż sam fakt feminizacji składu
wątrobowych cytochromów P450 w trakcie starzenia się
samców w dalszym ciągu jest zagadką i trudno określić, jakie znaczenie mają te zmiany.
Piśmiennictwo
1. Lupp A i wsp. Transplantation of fetal liver tissue suspension into the spleens of adultsyngenic rats: effects
of different cytotoxins on cytochrome P450 mediated
monooxygenase functions and on oxidative state. Exp
Toxicol Pathol 2001; 52: 529-538.
2. Schmucker DL. Liver function and phase I drug metabolism in the elderly: a paradox. Drugs Aging 2001;
18: 837-851.
3. Witkowski JM. Zmiany w błonie komórkowej jako
składnik procesu starzenia się. Post. Biol. Kom. 1993;
20: 111-132.
4. Schmucker DL. Age-related changes in liver structure
and function: Implications for disease? Exp Gerontol
2005; 40: 650-659.
5. Kitani K. Aging and the liver: functional aspects. Archiv Gerontol Geriatr 1994; 19: 145-158.
6. Sanz N. i wsp. Hepatotoxicity and aging: endogenous
antioxidant systems in hepatocytes from 2-, 6-, 12-,
18- and 30-month-old rats following a necrogenic dose
of thioacetamide. Biochim Biophys Acta 2002; 1587:
12-20.
7. Sanz N. i wsp. Age-related changes on parameters of
experimentally-induced liver injury and regeneration.
Toxicol Appl Pharmacol 1999; 154: 40-49.
8. Tréluyer JM i wsp. Ontogenesis of CYP2C-dependent
arachidonic acid metabolism in the human liver: relationship with sudden infant death syndrome. Pediatr
Res 2000; 47: 677-683.
9. Sersté T, Bourgeois N. Ageing and the liver. Acta Gastroenterol Belg 2006; 69: 296-298.
10. Gan L i wsp. Role of NADPH-cytochrome P450 reductase and cytochrome-b5/NADH-b5 reductase in variability of CYP3A activity in human liver microsomes.
Drug Metab Dispos 2009; 37: 90-96.
11. Porter TD. The roles of cytochrome b5 in cytochrome P450 reactions. J Biochem Mol Toxicol
2002; 16:311-316.
12. Finn RD i wsp. Defining the in vivo role for cytochrome
b5 in cytochrome P450 function through the conditional
hepatic deletion of microsomal cytochrome b5. J Biol
Chem 2008; 283: 31385-93.
13. Sarikaya D i wsp. Comparative cytochrome P450
-1A1, -2A6, -2B6, -2C, -2D6, -2E1, -3A5 and
-4B1 expressions in human larynx tissue analysed
at mRNA level. Biopharm Drug Dispos 2006; 27:
353-359.
14. Fujita K, Kamataki T. Genetically engineered bacterial cells co-expressing human cytochrome P450 with
NADPH-cytochrome P450 reductase: prediction of metabolism and toxicity of drugs in humans. Drug Metab
Pharmacokinet 2002; 17: 1-22.
15. Zeeh J, Platt D. The aging liver: structural and functional changes and their consequences for drug treatment in
old age. Gerontology 2002; 48: 121-127.
16. Akiyama TE, Gonzalez FJ. Regulation of P450
genes by liver-enriched transcription factors
and nuclear receptors. Biochim Biophys Acta
2003;1619: 223-234.
&ARM0RZEGL.AUK
17. Krausz KW i wsp. Monoclonal antibodies specific and
inhibitory to human cytochromes P450 2C8, 2C9, and
2C19. Drug Metab Dispos 2001; 29: 1410-1423.
18. Gelboin HV, Krausz KW. Monoclonal antibodies and
multifunctional cytochrome P450: drug metabolism as
paradigm. J Clin Pharmacol 2006; 46: 353-372.
19. Kobylińska K. Formy molekularne cytochromu P-450
wątroby szczura. Post Biochem 1994; 40: 248-252.
20. Murray GI, Burke MD. Immunohistochemistry of drugmetabolizing enzymes. Biochem Pharmacol 1995; 50:
895-903.
21. Dallner G. Isolation of rough and smooth microsomes general. Methods Enzymol. 1974; 32: 191-215.
22. Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the
assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 1970;
227: 680-685.
23. Agrawal AK, Pampori NA, Shapiro BE. Neonatal
phenobarbital-induced defects in age- and sex-specidic
growth hormone profiles regulating monooxygenases.
Am J Physiol 1995; 268: E439-E45.
24. Plewka A, Bienioszek M, Plewka D. Changes in the
male rat hepatic cytochrome P450 level, heme oxygenase and δ-aminolevulinic acid synthase activities at
various stages of life. Mech Ageing Develop 1994; 74:
79-88.
25. Plewka A, Plewka D. Evaluation of activity of cytochrome P450-dependent monooxygenase system induced by β-naphthoflavone or dexamethasone in rats at
different ages. Age 1995; 18: 159-165.
26. Nagyova A, Ginter E. Response of hepatic drug-metabolizing enzymes to immobilization stress in rats of various ages. Acta Physiol Hungarica 1993; 81: 29-35.
27. Kato R., Yamazoe Y. Sex-specific cytochrome P450 as
a cause of sex- and species- related differences in drug
toxicity. Toxicol Lett 1992; 64/65: 661-667.
28. Pampori NA, Shapiro BH. Gender differences in the responsiveness of the sex-dependent isoforms of hepatic
P450 to the feminine plasma growth hormone profile.
Endocrinology 1999; 140: 1245-1254.
29. Nagata K, Yamazoe Y. Genetic polymorphism of human
cytochrome p450 involved in drug metabolism. Drug
Metab Pharmacokinet 2002; 17: 167-189.
30. Kishimoto R i wsp. Gender-related differences in mouse
hepatic ethanol metabolism. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 2002; 48: 216-224.
31. Morgan ET i wsp. Physiological and pathophysiological regulation of cytochrome P450. Drug Metab Dispos
1998; 26: 1232-1240.
32. Iber H i wsp. Regulation of hepatic cytochrome P450
2C11 by glucocorticoids. Arch Biochem Biophys 1997;
345: 305-310.
33. Morgan ET i wsp. Physiological and pathophysiological regulation of cytochrome P450. Drug Metab Dispos
1998; 26: 1232-1240.
34. Pampori NA, Shapiro BH. Over-expression of
CYP2C11, the major male-specific form of hepatic cytochrome P450, in the presence of nominal pulses of
circulating growth hormone in adult male rats neonatelly exposed to low levels of monosodium glutamate. J
Pharm Exp Ther 1994; 271: 1067-1073.
35. Lo MJ i wsp. Age related differences in corticosterone
secretion in female rats. Metabolism 1999; 48: 535341.
36. Lo MJ i wsp. Aging effects on the secretion of corticosterone in male rats. J Investig. Med 2000; 48: 335-342.
37. Lo MJ, Kau MM, Wang PS. Effect of aging on corticosterone secretion in diestrous rats. J Cell Biochem 2006;
97: 351-358.
38. Kiyotani K i wsp. Decreased coumarin 7-hydroxylase
activities and CYP2A6 expression levels in humans
caused by genetic polymorphism in CYP2A6 promoter
region (CYP2A6*9). Pharmacogenetics 2003;13: 689695.
39. Schuetz EG i wsp. The glucocorticoid receptor is essential for induction of cytochrome P-4502B by steroids
but not for drug or steroid induction of CYP3A or P-450
reductase in mouse liver. Drug Metab Dispos 2000; 28:
268-278.
40. Glöckner R i wsp. In vitro induction of cytochrome
P4503A1-mRNA and testosterone hydroxylation in precision-cut liver slices from male and female rats. Exp
Toxicol Pathol 2003; 54: 411-415.
41. Chang TK i wsp. Impact of tamoxifen on peripubertal androgen imprinting of rat hepatic cytochrome P450
2C11, cytochrome P450 3A2, and steroid 5 alpha-reductase. Biochem Pharmacol. 1996; 51: 357-368.
42. Oinonen T, Lindros KO. Hormonal regulation of the
zonated expression of cytochrome P-450 3A in rat liver.
Biochem J 1995; 309, 55-61.
43. Wiwi CA, Waxman DJ. Role of hepatocyte nuclear factors in growth hormone-regulated, sexually dimorphic
expression of liver cytochromes P450. Growth Factors
2004; 22: 79-88.
44. Oinonen T i wsp. Growth hormone-regulated periportal
expression of CYP2C7 in rat liver. Biochem Pharmacol
2000; 59: 583-389.
45. Smith DA. Induction and drug development. Eur J
Pharm Sci 2000; 11: 185-189.
46. Kishida T i wsp. Strain differences in hepatic cytochrome P450 1A and 3A expression between SpragueDawley and Wistar rats. J Toxicol Sci 2008; 33: 447457.
47. Ejiri N, Katayama K, Doi K. Induction of CYP3A1 by
dexamethasone and pregnenolone-16alpha-carbonitrile
in pregnant rat and fetal livers and placenta. Exp Toxicol Pathol 2003; 54: 273-279.
48. Choudhuri S i wsp. Differential regulation of cytochrome P450 3A1 and P450 3A2 in rat liver following
dexamethasone treatment. J Biochem Toxicol 1995; 10:
299-307.
49 Choi MH i wsp. Characterization of testosterone 11 beta-hydroxylation catalyzed by human liver microsomal
cytochromes P450. Drug Metab Dispos 2005; 33: 714718.
50. Niwa T i wsp. Contribution of human hepatic cytochrome P450 isoforms to regioselective hydroxylation
of steroid hormones. Xenobiotica 1998; 28: 539-547.
51. McCune JS i wsp. In vivo and in vitro induction of human cytochrome P4503A4 by dexamethasone. Clin
Pharmacol Ther 2000; 68: 356-366.
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
52. Lupp A i wsp. Precision-cut liver slices from rats of
different ages: basal cytochrome P450-dependent monooxygenase activities and inducibility. Anal Bioanal
Chem 2008; 392: 1173-1184.
53. Wynne H. Drug metabolism and ageing. J Br Menopause Soc 2005; 11: 51-56.
54. Kinirons MT, O’Mahony MS. Drug metabolism and
ageing. Br J Clin Pharmacol 2004; 57: 540-544.
55. Wauthier V, Verbeeck RK, Calderon PB. The effect of
ageing on cytochrome p450 enzymes: consequences for
drug biotransformation in the elderly. Curr Med Chem
2007; 14: 745-757.
56. Lynch T, Price A. The effect of cytochrome P450 metabolism on drug response, interactions, and adverse effects. Am Fam Physician 2007; 76: 391-396.
Adres do korespondencji
dr hab. Andrzej Plewka
Zakład Proteomiki
Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach
ul. Ostrogórska 30
41-200 Sosnowiec
tel.: + 48 32 364 14 30
e-mail: [email protected]