CHARAKTERYSTYKA MIKROBIOLOGICZNA SADU ŚLIWY

1
CHARAKTERYSTYKA MIKROBIOLOGICZNA SADU ŚLIWY WĘGIERKI
ZWYKŁEJ Z REJONU PODGÓRSKIEGO
Tadeusz Tuszyński, Paweł Satora
Katedra Technologii Fermentacji i Mikrobiologii Technicznej,
Wydział Technologii Żywności, Akademia Rolnicza, Kraków
Słowa kluczowe: sad, śliwa, mikroflora drzew, powietrza i gleby
Próby do oznaczeń pobierano z sześciu punktów sadu śliwy Węgierki Zwykłej, w pięciu
różnych terminach (kwiecień – październik 1999). Skład ilościowy i jakościowy mikroflory bytującej
na drzewach śliw był istotnie uwarunkowany ich obecnością w glebie i powietrzu. Charakterystyka
jakościowa mikroorganizmów wykazała 30 gatunków bakterii, 20 gatunków drożdży oraz 60 kultur
pleśni. Najliczniej w próbkach identyfikowane były drobnoustroje z rodzajów Micrococcus,
Staphylococcus, Rhodotorula, Cladosporium, Penicillium i Trichoderma. Na powierzchni drzew
dominowały szczepy drożdży z rodzajów Rhodotorula, Candida oraz Debaryomyces, Aureobasidium i
grzyby strzępkowe z gatunku Rhizopus nigricans, które charakteryzowały się stosunkowo dobrymi
właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów.
WSTĘP
Głównym siedliskiem drobnoustrojów w środowisku naturalnym jest gleba i woda, gdzie
znajdują one wystarczającą ilość składników pokarmowych, dzięki czemu są w stanie przetrwać
niekorzystne warunki zewnętrzne, np. niską temperaturę w czasie zimy [Conclin, 2002].
Najliczniejszą grupę mikroorganizmów w atmosferze stanowią pleśnie (do 20000 jtk/m3)
szczególnie z rodzajów Cladosporium, Alternaria, Penicillium, Aspergillus oraz Fusarium [Stępalska
i in., 1999] i drożdże (do 60000 jtk/m3), wśród których przeważają niefermentujące szczepy Candida,
obok mniej licznych drożdży fermentujących. Zazwyczaj powietrze zawiera komórki bakteryjne (do
10000 jtk/m3) oraz promieniowce od 10 do 2000 jtk/m3 [Krzysztofik, 1992]. W grupie aerobakterii
najczęściej spotykane są: przetrwalnikujący rodzaj Bacillus i tlenowe ziarniaki.
Na powierzchnię drzew i owoców, drobnoustroje przenoszone są przez powietrze lub owady – w
których przewodzie pokarmowym pełnią rolę symbiontów [Morais i in., 1995]. Skażenie
mikrobiologiczne owoców, następuje także podczas ich bezpośredniego kontaktu z podłożem (trawą,
glebą), w czasie zbiorów.
Skład mikroflory występującej na powierzchni części wegetatywnych roślin (liście i kora),
uzależniony jest od skażenia powietrza, szczególnie na początku wiosny w fazie rozwoju liści.
Następnie zaczynają dominować szczepy przystosowane do wykorzystywania celulozy, stanowiącej
w tym środowisku podstawowe źródło węgla. Analizy jakościowe i ilościowe wskazują na duże
zróżnicowanie drobnoustrojów, uzależnione od gatunku badanej rośliny. Generalnie przeważają
2
grzyby strzępkowe (rodzaje Cladosporium, Alternaria, Fusarium, Epicoccum) i organizmy
drożdżopodobne (rodzaj Aureobasidium), a ich liczba kształtuje się w granicach 500-10000 jtk na
cm2 powierzchni, przy czym kora jest znacznie silniej skolonizowana [Davenport, 1974; Buck, 1998].
Często w posiewach pojawiają się również szczepy drożdżowe, zarówno niefermentujące (rodzaj
Rhodotorula), jak i fermentujące.
Z kwiatów i owoców można wyizolować podobną mikroflorę do występującej na
powierzchni części wegetatywnych roślin. Najbardziej rozpowszechnione w tym środowisku drożdże
oraz organizmy drożdżopodobne, z reguły charakteryzują się właściwościami fermentacyjnymi.
Badania prowadzone na wiśniach wykazały, że najliczniej reprezentowane są rodzaje Alternaria,
Aureobasidium i Cladosporium, obejmując 87-100% wszystkich grzybów strzępkowych [Olszak,
1994]. Na winogronach natomiast 50-75% całej populacji drożdżowej stanowią przedstawiciele
rodzajów Kloeckera i Hanseniaspora [Davenport, 1974]. Powyższe tendencje potwierdzają również
wyniki analizy innych owoców [Dugan, Roberts, 1994; Morais i in., 1995].
Dotychczasowe badania wykazały, że na skład ilościowy i jakościowy mikroorganizmów
powietrza, gleby oraz drzew w sadach owocowych, mają wpływ liczne czynniki ekosystemu, lokalne
warunki atmosferyczne, gatunek owoców i ich stopień dojrzałości [Davenport, 1974; Krzysztofik,
1992; Hasnain, 1993; Spotts,Cervantes, 1994].
Celem prowadzonych analiz było dokonanie ilościowej i jakościowej charakterystyki
mikroflory gleby, powietrza oraz drzew i owoców w sadzie śliwowym z okolic Łącka. Wybrany rejon
jest znany z wytwarzania oryginalnej śliwowicy, metodą fermentacji spontanicznej. Próby do
oznaczeń, pobierano w pięciu różnych terminach (kwiecień - październik 1999 roku), każdorazowo z
sześciu punktów (oznaczonych kolejnymi literami od A do F). Wyizolowane w posiewach
mikroorganizmy bakteryjne, drożdżowe i grzyby strzępkowe identyfikowano i zabezpieczano do
dalszych badań.
3
MATERIAŁY I METODY
Ocenę mikrobiologiczną przeprowadzano w wieloletnim sadzie śliwy Węgierki Zwykłej (ok. 1
ha), nie poddawanym chemicznej ochronie oraz innym zabiegom pielęgnacyjnym i umiejscowionym
w rejonie podgórskim (gmina Łącko), na terenie Beskidu Wyspowego w grzbietowej części lokalnego
wzniesienia o wysokości 526 m n.p.m. Od strony północnej znajdują się zabudowania gospodarskie, a
od południowej las mieszany z przewagą świerków. Wschodnia i zachodnia część badanego terenu nie
jest osłonięta, stąd też najczęściej występujące na tym obszarze prądy powietrzne przebiegają ze
wschodu oraz południowego-wschodu.
Metodykę izolacji materiału badawczego uzależniono od rodzaju i miejsca jego pochodzenia
(rys.1). Do oceny mikrobiologicznej, próby gruntu pobierano z głębokości około 10 cm. Około 1 g
gleby umieszczano w moździerzu i mieszano delikatnie z drobnym piaskiem kwarcowym, a
otrzymaną mieszaninę wysiewano na płytki wypełnione pożywką Martina-Johnsona (grzyby) lub
agarem odżywczym do hodowli bakterii [Mańka, 1974].
Izolację drobnoustrojów z powietrza prowadzono metodą sedymentacyjną, eksponując przez okres
5 minut poziomo ustawione płytki Petriego z odpowiednią pożywką - agarem odżywczym dla bakterii
i promieniowców, oraz agarem brzeczkowym dla pleśni i grzybów [Krzysztofik, 1992].
Mikroflorę z owoców, liści, kory i kwiatów (materia organiczna), wyosabniano poprzez
powierzchniowe jej spłukanie sterylnym płynem fizjologicznym, a po przygotowaniu odpowiednich
rozcieńczeń, posiewano na płytki z właściwym podłożem dla danej grupy drobnoustrojów.
Wszystkie kultury mikroorganizmów namnażano (72 h, 280C), odszczepiano sukcesywnie na
skosy, w miarę pojawiania się kolonii, następnie identyfikowano monokultury na podstawie cech
morfologicznych (makroskopowych i mikroskopowych) oraz biochemicznych przy pomocy
odpowiednich kluczy mikrobiologicznych [Buchanan i Gibbon, 1974; Barnett i in., 1983; Fassatiova,
1983]. Przedstawione na rysunkach wyniki są średnią arytmetyczną z dwóch równoległych oznaczeń.
Rys.1. Schemat lokalizacji poszczególnych punktów pomiarowych w sadzie
4
WYNIKI
Mikroflora gleby
Analiza ilościowa mikroflory glebowej, wykazała bardzo duże zróżnicowanie, zależne
zarówno od terminu poboru próby (rys.2), jak i punktu pomiarowego (rys.1).
30000
Liczba mikroorganizmów [jtk/g]
25000
20000
15000
Bakterie
Drożdże
Pleśnie
10000
5000
0
czerwiec
lipiec
sierpień
październik
Miesiące
Rys.2. Średnia zawartość mikroorganizmów w próbach gleby pobieranych podczas sezonu
wegetacyjnego (bakterie ×103; drożdże i pleśnie ×102)
Pod względem liczebności dominowały mikroorganizmy bakteryjne, których
minimalną liczbę 7,2×106 jtk/g gleby stwierdzono w miesiącu czerwcu, a maksymalna
przypadała na okres lipca - 26,9×106 jtk/g gleby.
Spośród badanych miejsc pobierania prób, wyróżniały się punkty D i E (rys.1),
znajdujące się na stoku, w pobliżu lasu, w których wykazano stosunkowo wysokie liczby
bakterii (od 21,2×106 do 30,0×106 jtk/g). Natomiast w punkcie F wyizolowano jedynie
5,9×106 jtk. Istotny wpływ na znaczne rozbieżności w ilościach komórek bakterii
zasiedlających poszczególne powierzchnie gleby sadu, mogą mieć takie czynniki jak:
oddziaływanie przylegającego lasu, niejednolity skład porostu trawy oraz różne wartości pH
prób (tab.1).
5
Tabela 1. pH gleby w wybranych punktach pomiarowych badanego sadu
Punkty badawcze
pH
czerwiec
lipiec
sierpień
październik
A
5,53
5,68
5,98
6,38
E
5,60
5,63
5,58
6,40
F
6,10
6,20
6,62
6,68
Wyniki
analizy
jakościowej
mikroflory
bakteryjnej
potwierdziły
duże
jej
zróżnicowanie w obrębie sadu. Z 17 gatunków bakterii, należących do 8 rodzajów,
najliczniejszą grupę stanowiły gramdodatnie ziarniaki, z rodziny Micrococcaceae, na drugim
miejscu pod względem częstotliwości występowania sklasyfikowano rodzaj Bacillus. Wahania
pH prób prawdopodobnie uniemożliwiły rozwój bakterii azotowych z rodzaju Azotobacter,
bardzo wymagających pod względem warunków wzrostu, które nie pojawiają się w
środowisku, przy wartościach pH niższych od 6,0.
Na uwagę zasługuje zależność, obserwowana pomiędzy obecnością przedstawicieli
Micrococcaceae i Bacillus w glebie i powietrzu. Wzrost liczby drobnoustrojów z rodziny
Micrococcaceae w glebie, wiązał się ze spadkiem zawartości mikroorganizmów z rodzaju
Bacillus, podczas gdy równolegle w powietrzu proporcje te kształtowały się odwrotnie.
W przeciwieństwie do występujących bakterii, liczebność organizmów drożdżowych
okazała się mniej różnorodna. Najwięcej drożdży zanotowano w próbach pobieranych w lipcu
(2,8×105 jtk/g), przez pozostały okres ich liczba utrzymywała się na zbliżonym poziomie,
średnio około 1,7×105 jtk/g gleby.
Podobnie jak to miało miejsce w przypadku bakterii, drożdże najliczniej pojawiły się
w punktach D i E (około 2,8×105 jtk/g gleby). Ogółem zidentyfikowano 10 gatunków drożdży,
przy czym dominowały szczepy niefermentujące z rodzajów Rhodotorula i Candida.
Stosunkowo mało liczną grupę mikroorganizmów, stanowiły grzyby pleśniowe, a ich
liczba była zazwyczaj odwrotnie proporcjonalna do liczby bakterii i drożdży. Maksimum
stężenia grzybów strzępkowych w glebie miało miejsce z początkiem jesieni, w miesiącu
październiku (1,1×106 jtk/g gleby). W okresie lipca stwierdzono najniższą zawartość grzybów
w glebie - 0,6×106 jtk/g. Należy zauważyć, że punkty pomiarowe zdominowane głównie przez
bakterie i drożdże charakteryzowały się zmniejszoną liczbą pleśni. Najwięcej grzybów
strzępkowych występowało w gruncie od strony lasu (punkty D i E), oraz w miejscach
najbardziej narażonych na działanie wiatru (punkt F, rys.1).
W wyniku prowadzonej izolacji z gleby otrzymano 289 czystych kultur grzybowych,
spośród których po dalszych badaniach wyodrębniono 50 różnych gatunków należących do 27
rodzajów, w tym 2 grzyby określono jako niezarodnikujące (Dematiaceae i Mucedinaceae).
6
Stwierdzono ponadto duże różnice jakościowe w zbiorowiskach grzybów glebowych
pomiędzy wybranymi punktami pobrania prób.
Chrysosporium
2%
Cladosporium
3%
Humicola
2%
Mucor
2%
Paecilomyces
6%
Penicillium
30%
inne
7%
Preussia
9%
Drożdże
9%
Trichoderma
16%
Absidia
14%
Rys.3. Mikroflora grzybowa gleby badanego sadu
Oznaczenia mikrobiologiczne wskazują, że w glebie przeważają zarodniki, czterech
rodzajów grzybów (około 60%): Penicillium, Trichoderma, Absidia i Preussia, pozostałe
rodzaje stanowiły poniżej 7% populacji. Na stanowisku F (rys.1), zidentyfikowano rodzaj
Penicillium (około 45% populacji), głównie dzięki bardzo dużej liczebności P.
aurantiogriseum.
We wszystkich trzech badanych punktach występowały następujące gatunki grzybów
strzępkowych: Absidia spinosa, Chrysosporium pannorum, Mucor piriformis, Paecilomyces
carneus, Penicillium aurantiogriseum, Penicillium fellutanum,Preussia aemulans, Preussia
fleischhakii i Trichoderma koningii.
Traktując łącznie wyniki izolacji mikroorganizmów z poszczególnych punktów
badawczych można zauważyć, że w glebie dominowały grzyby z rodzaju Penicillium (około
30% populacji), gatunki z rodziny Mucoraceae (17%), oraz rodzaj Trichoderma (16%),
natomiast udział drożdżaków był znacznie mniejszy – około 9% badanej populacji grzybów
(rys.3).
7
Mikroflora powietrza
Powietrze jest środowiskiem buforowym pomiędzy glebą, a organizmami roślinnymi,
takimi jak drzewa. Jednocześnie bardzo mała ilość składników odżywczych dla
mikroorganizmów, nie sprzyja ich namnażaniu. Stąd też skład ilościowy mikroflory atmosfery
jest znacznie uboższy od występującej w glebie i na drzewach, natomiast pod względem
jakościowym powietrze stanowi wypadkową tych dwóch siedlisk.
7000
Liczba mikroorganizmów [jtk/m3]
6000
5000
4000
Bakterie
Drożdże
3000
Pleśnie
2000
1000
0
kwiecień
czerwiec
lipiec
sierpień
październik
Miesiące
Rys.4. Średnia zawartość mikroorganizmów w powietrzu podczas sezonu wegetacyjnego
Stosunkowo najwięcej drobnoustrojów wyizolowano w próbkach z punktu B,
znajdującego się między zabudowaniami gospodarskimi i lasem (5200 jtk/m3).
Liczba bakterii była istotnie zróżnicowana w zależności od miejsca (od 255 do 4345
3
jtk/m ) oraz terminu pobrania próby – od około 1500 w okresie kwietnia i października do
ponad 6000 jtk/m3 w czerwcu (rys.4).
Wśród bakterii przeważały drobnoustroje z rodzajów Micrococcus, Staphylococcus,
oraz Bacillus, które zaobserwowano niemal we wszystkich posiewach. Pozostałe grupy
bakterii, obecne w próbach pobranych w kwietniu i październiku, stanowiły minimalny udział
wyizolowanej mikroflory tej grupy.
Zawartość grzybów strzępkowych, występujących w poszczególnych stanowiskach
badawczych, okazała się bardzo zróżnicowana. Największą ich liczbę (1500-1800 jtk/m3)
8
wyizolowano ze strefy osłoniętej przez skupiska drzew leśnych, co odpowiada punktom
pomiarowym D i E. Należy podkreślić, że udział grzybów zawartych w atmosferze był
odwrotnie proporcjonalny do liczby komórek bakteryjnych.
W próbach pobranych w kwietniu, sierpniu i wrześniu stwierdzono od 1700 do 2500
3
jtk/m powietrza. Przez kolejne miesiące liczba grzybów strzępkowych utrzymywała się na
znacznie niższym poziomie (450 – 600 jtk/m3).
Ogółem sklasyfikowano w powietrzu około 30 gatunków różnych grzybów
strzępkowych, a ich obecność uzależniona była głównie od okresu pobrania prób.
Zdecydowaną przewagę uzyskał rodzaj Cladosporium (41% całej populacji grzybów),
następnie Rhizooctonia (13%), Alternaria (9%), Aspergillus (7%) i Botrytis (rys.5).
Stemphylium
2%
Rhizopus
2%
Inne
10%
Fusarium
2%
Aureobasidium
2%
Trichothecium
3%
Cladosporium
41%
Penicillium
3%
Botrytis
6%
Aspergillus
7%
Alternaria
9%
Rhizooctonia
13%
Rys.5. Mikroflora grzybowa powietrza badanego sadu
Drożdże występowały w powietrzu sporadycznie (do 160 komórek/m3). Posiewy nie
wykazały przewagi określonego rodzaju, natomiast stwierdzono obecność czterech gatunków,
charakteryzujących się brakiem zdolności fermentacyjnych, należących do trzech rodzajów:
Candida, Lipomyces i Rhodotorula.
9
Mikroflora owoców, kory i liści śliwy Węgierki Zwykłej
W trakcie badań mikroflory śliw najliczniejszą grupę stanowiły bakterie (rys.6).
50000
45000
Liczba mikroorganizmów [jtk/g]
40000
35000
30000
25000
Bakterie
Drożdże
20000
Pleśnie
15000
10000
5000
0
kwiecień
czerwiec
lipiec
sierpień
Miesiące
Rys.6. Średnia zawartość mikroorganizmów na drzewach śliwy Węgierki Zwykłej w okresie
wegetacyjnym (bakterie ×102; drożdże i pleśnie ×10)
Ich średnia zawartość w 1 g materiału organicznego wynosiła około 2,72×107 jtk.
Najwyższą liczbę kolonii bakterii, stwierdzono w czerwcu (4,87×107 jtk/g). Kolejne pomiary
wykazywały stopniowe obniżenie ich liczby, co należy tłumaczyć spadkiem średnich
dobowych temperatur.
Pod względem lokalizacji najkorzystniejsze warunki sprzyjające wzrostowi tych
mikroorganizmów, zaistniały w punkcie B, najbardziej narażonym na podmuchy wiatru, skąd
wyizolowywano średnio dwa razy więcej bakterii niż z innych miejsc pomiarowych.
Powierzchnia owoców była całkowicie zdominowana przez ziarniaki z rodzaju
Micrococcus, przy minimalnym udziale przedstawicieli innych rodzajów.
Liczną grupę zasiedlającą zarówno owoce jak i korę, stanowiła również mikroflora
drożdżowa. Podobnie jak miało to miejsce w przypadku bakterii, wzrost liczby drożdży
stwierdzono w czerwcu – 2,2×105 jtk/g, a minimum w lipcu (1,1×105 jtk/g). Podwyższona
temperatura miesiąca lipca (ponad 300C), prawdopodobnie nie sprzyjała rozwojowi niektórych
rodzajów drożdżaków [Barnett i in., 1983]. Najodpowiedniejszy dla wzrostu drożdży,
podobnie jak w przypadku mikroflory bakteryjnej, okazał się punkt pomiarowy B (rys.1).
10
Dokonana charakterystyka jakościowa wyizolowanych szczepów z owoców śliw,
wykazała stosunkowo wysoki udział drożdży fermentujących. Gatunkiem dominującym był
Debaryomyces hansenii, który stanowił ponad 30% wszystkich kolonii drożdży. Na drugim
miejscu pod względem liczebności, występowały drożdże z rodzaju Rhodotorula, produkujące
charakterystyczne różowe barwniki karotenoidowe.
Rhizooctonia
4%
Penicillium
4%
Cunninghamella
4%
Inne
4%
Debaryomyces
18%
Botrytis
7%
Drożdże nieferm.
15%
Rhizopus
7%
Mucor hiemalis
11%
Aureobasidium
11%
Rhodotorula
15%
Rys.7. Mikroflora grzybowa drzew śliwy Węgierki Zwykłej badanego sadu
Zawartość zarodników pleśniowych na owocach i pniu śliw, różniła się zasadniczo od
pozostałej mikroflory. Maksymalną liczbę pleśni stwierdzono w kwietniu i lipcu – po około
2,0×105 jtk/g badanego materiału, natomiast w czerwcu już tylko – 1,3×105 jtk/g.
Z punktu pomiarowego B wyizolowano nie tylko najliczniejszą mikroflorę bakteryjną
i drożdżową, ale także najwięcej kultur pleśniowych, w porównaniu do pozostałych miejsc
pobierania prób.
Podczas analiz mikrobiologicznych drzew w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej,
wyosobniono ogółem około 20 gatunków pleśni, głównie należących do rzędu Mucorales
(Mucor i Rhizopus) i rodzajów Botrytis, Fusarium, Aspergillus oraz Penicillium (rys.7).
11
DYSKUSJA WYNIKÓW
Badania przeprowadzone w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej wykazały, silne
zróżnicowanie mikroflory, zarówno pod względem ilościowym, jak i jakościowym.
Obserwowana zmienność wiązała się z charakterem środowiska, skąd pobierano próby (gleba,
powietrze, drzewa), oraz terminem oznaczeń i lokalizacją punktu pomiarowego.
Istotnym czynnikiem warunkującym skład drobnoustrojów w glebie, powietrzu i na
drzewach okazał się okres dokonywania analiz, a szczególnie warunki pogodowe i
środowiskowe (głównie temperatura, wilgotność, nasłonecznienie, pH), jak również stopień
dojrzałości owoców.
Badany sad charakteryzował się kwaśnym odczynem gleby (tab.1), najbardziej
optymalnym dla rozwoju grzybów pleśniowych, stąd też ich zawartość kształtowała się na
stosunkowo wysokim poziomie (od 0,6×106 do 1,1×106 jtk/g). Uzyskano obraz zbliżony do
wyników badań mikologicznych gleby sadu jabłoniowego [Mazzle, 1998]. Liczebność
grzybów pasożytniczych była bardzo mała, występowały natomiast liczne saprofity z
rodzajów Penicillium, Trichoderma i Absidia. Niski poziom pH podłoża, prawdopodobnie
ograniczył wzrost niektórych bakterii (rodzaj Azotobacter), przez co nie stwierdzono ich w
posiewach [Buchanan, Gibbon, 1974].
Miejsca bardziej narażone na podmuchy wiatru i inne zawirowania powietrza –
zbliżone do punktu B, charakteryzowały się wysoką liczbą mikroorganizmów, a zależność tę
stwierdzono zarówno w powietrzu jak i na owocach śliw. Należy sądzić, że na liczniejsze
zasiedlenie mikroorganizmów w ściśle określonych miejscach badanego sadu, miały wpływ
warunki środowiskowe głównie ukształtowanie terenu i osłona lasem. W okresach o wyższej
temperaturze i nasłonecznieniu (lipiec, sierpień), zwiększała się liczba zarodników
pleśniowych oraz przetrwalników bakteryjnych – odpornych na wymienione czynniki, malała
natomiast zawartość żywych komórek bakterii i drożdży, które są zazwyczaj niszczone przez
promienie ultrafioletowe [Krzysztofik, 1992].
Bezpośrednie sąsiedztwo lasu spowodowało znaczny wzrost zawartości bakterii,
pleśni i drożdży w próbach z punktów D i E, wpływając zasadniczo na skład jakościowy
mikroflory. Podobna sytuacja występowała w punkcie C, znajdującym się najbliżej
zabudowań gospodarskich. Stwierdzano tam podwyższoną liczbę bakterii z rodzaju
Streptococcus, które bardzo licznie towarzyszą działalności człowieka, i mogą być pasożytami
zwierząt gospodarskich [Petrycka i inni, 1995].
W miarę dojrzewania owoców zwiększa się, przeważnie na ich powierzchni, udział
drożdży oraz organizmów drożdżopodobnych np. Aureobasidium sp. Koncentracja tych
mikroorganizmów na owocach badanych śliw okazała się jednak kilkakrotnie większa (od
10000 do ponad 20000 jtk/g) od określonej ich obecności na winogronach [Davenport, 1974] i
12
na wiśniach [Olszak, 1994]. Równocześnie w trakcie naszych badań stwierdzono jedynie
znikomy udział drobnoustrojów patogennych tj. rodzaje ...... , które zwykle występują na
roślinach [Ale-Agha, 1997].
Porównując trzy badane środowiska (gleba, powietrze, drzewa), należy zwrócić uwagę
na występowanie pomiędzy nimi istotnej zależności. Jedną z nich było pojawienie się w tych
samych terminach maksimum liczby mikroflory na drzewach i w powietrzu, przy jednoczesnej
minimalnej ich zawartości w glebie, co można dostrzec na wykresie ilustrującym ogólną
liczbę mikroorganizmów (rys. 2 i 6). Spadkowi ogólnej liczby drobnoustrojów gleby
towarzyszył zazwyczaj wzrost ich liczby w powietrzu i na owocach. Podobne uwarunkowania
stwierdzono podczas analizy ilościowej bakterii i pleśni. W przypadku drożdży, występowała
proporcjonalna zależność pomiędzy ich liczbą w glebie i powietrzu.
Owoce śliwy Węgierki Zwykłej z badanego sadu przeznaczane są do wytwarzania
Śliwowicy Łąckiej. Jest to produkt fermentacji nastawów śliwkowych przez mikroflorę
autochtoniczną, bytującą na owocach. Mikroorganizmy wyizolowane z powierzchni śliwek,
kwiatów, kory oraz powietrza mają bezpośredni wpływ na skład chemiczny otrzymywanych
spirytusów. W analizowanych środowiskach wykryto m.in. obecność drobnoustrojów
charakteryzujących się silnymi zdolnościami fermentacyjnymi (rodzaje Debaryomyces,
Aureobasidium, Rhizopus, Hansenula) oraz enzymatycznymi (amylazy, pektynazy, celulazy,
esterazy), które poprzez rozluźnienie miąższu owoców, mogą oddziaływać bardzo korzystnie
na przebieg procesu fermentacji [Madamwar i Patel, 1992; Ellis, 1995; Rana i in., 1996;
Blanco i in., 1999; Barbosa i in., 2001]. W dalszych doświadczeniach będą szczegółowo
rozpoznane możliwości fermentacyjne i macerujące wyizolowanych szczepów oraz ich
skłonności do tworzenia komponentów smaku i aromatu.
WNIOSKI
•
Badany sad śliwy Węgierki Zwykłej charakteryzuje się stosunkowo dużym zróżnicowaniem
ilościowym i jakościowym mikroorganizmów. Największą liczbę bakterii, drożdży i pleśni
stwierdzono w okresie letnim.
•
Istnieją swoiste powiązania pomiędzy mikroflorą bytującą na drzewach śliwy oraz obecnością
drobnoustrojów w glebie i powietrzu. Przedstawiciele rodziny Micrococcaceae, rodzaju
Bacillus, Rhodotorula, Candida, Trichoderma, Penicillium oraz rzędu Mucorales, stanowiły
dominującą mikroflorę badanego środowiska.
•
Na powierzchni owoców, kwiatów, liści i kory drzew, przeważały szczepy z rodzajów
Debaryomyces, Aureobasidium oraz gatunku Rhizopus nigricans, które charakteryzują się
dobrymi właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów.
13
STRESZCZENIE
Badania obejmowały analizę mikrobiologiczną gleby, powietrza oraz drzew (liście,
kora, kwiaty, owoce) w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej, zlokalizowanym w rejonie
podgórskim (okolice Łącka, 526 m n.p.m.). Próby do oznaczeń pobierano z sześciu punktów
sadu, w pięciu różnych terminach (kwiecień – październik 1999). Mikroorganizmy
namnażano na odpowiednich podłożach mikrobiologicznych i identyfikowano na podstawie
cech morfologicznych oraz testów biochemicznych.
Największą liczbę kolonii bakterii, drożdży i pleśni stwierdzono w okresie letnim.
Skład ilościowy i jakościowy mikroflory bytującej na drzewach śliw był istotnie
uwarunkowany ich obecnością w glebie i powietrzu. Najbardziej zróżnicowaną grupę
mikroorganizmów stanowiły grzyby strzępkowe (wyizolowano około 60 gatunków).
Najliczniej w próbkach identyfikowane były drobnoustroje z rodzajów Micrococcus,
Staphylococcus, Rhodotorula, Cladosporium, Penicillium i Trichoderma. Na powierzchni
drzew dominowały szczepy drożdży z rodzajów Rhodotorula, Candida oraz Debaryomyces,
Aureobasidium i pleśnie z gatunku Rhizopus nigricans, które z reguły, charakteryzują się
stosunkowo dobrymi właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów.
LITERATURA:
1. Ale-Agha N., Prunus-arten und ihre Pilzfloren (an Blättern, Früchten) im Duisburger
Norden. Med. Fac. Landbouww. Univ. Gent, 1997, 62 (3b), 943-949.
2. Barbosa M.A.G., Rehn K.G., Menezes M., Mariano R.L.R., Antagonism of Trichoderma
species on Cladosporium herbarum and their enzymatic characterization. Braz. J.
Microbiol., 2001, 32, 98-104.
3. Barnett J. A., Payne R. W., Yarrow M., 1983, Yeasts: Characteristics and identification.
Cambridge University Press, Cambridge.
4. Blanco P., Sieiro C., Villa T.G., Production of pectic enzymes in yeasts. FEMS
Microbiology Letters 1999, 175, 1-9.
5. Buchanan R.E., Gibbon N.E., 1974, Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology. 8th
Edition. Williams & Wilkins, Baltimore.
6. Buck W. J., Lachance M.-A., Traquair J. A., Mycoflora of peach bark: population
dynamics and composition. Can. J. Bot., 1998, 76, 345-354.
7. Conclin A.R., Jr., Soil Microorganisms. AEHS Magazine, 2002, 1-2. (internet)
8. Davenport R. R., Microecology of yeasts and yeast-like organisms associated with an
English vineyard. Vitis, 1974, 13, 123-130.
14
9. Dugan F. M., Roberts R. G., Etiology of preharvest colonization of bing cherry fruit by
fungi. Phytopathology, 1994, 84 (10), 1031-1036.
10. Ellis M.A. 1995. Botrytis bunch rot or grey mould of grape. Ohio State University
Extension Fact Sheet, Columbus.
11. Fassatiova O., 1983, Grzyby mikroskopowe w mikrobiologii technicznej. Wydawnictwo
Naukowo-Techniczne, Warszawa, Polska (in Polish).
12. Fleet G. H., 1992, Wine Microbiology and Biotechnology. Harwood Academic
Publishers, Sydney.
13. Hasnain S. M., Influence of meteorological factors on the air spora. Grana, 1993, 32, 184188.
14. Krzysztofik B., 1992, Mikrobiologia powietrza. Wyd. Politechniki Warszawskiej,
Warszawa, Polska (in Polish).
15. Madamwar D., Patel S., Formation of cellulases by co-culturing of Trichoderma reesei
and Aspergillus niger on cellulosic waste. World J. Microb. Biotechn. 1992, 8, 183-186.
16. Mańka K., Zbiorowiska grzybów jako kryterium oceny wpływu środowiska na choroby
roślin. Zesz. Problem. Postęp. Nauk Roln., 1994, Z. 160, 9-24 (in Polish).
17. Mazzola M., 1998: Changes in microbial community structure in response to apple roots:
Impact on disease-supressive potential and development of apple replant disease. 7th
International Congress of Plant Pathology, Edinburgh, Scotland.
18. Mędrela-Kuder E., Badania mikroflory powietrza atmosferycznego wybranych dzielnic
Krakowa. Arch. Ochr. Środ., 1992, 2, 61-65 (in Polish).
19. Morais P. B., Martins M. B., Klaczko L. B., Medonca-Hagler L. C., Hagler A. H., Yeasts
succsession in the Amazon Fruit Parahancornia amapa as resource partitioning among
Drosophila spp. Appl. Enivron. Microbiol., 1995, 61 (12), 4251-4257.
20. Olszak M., Etiology of sour cherry fungal diseases in Poland: II. Isolation and
identification of fungi infecting sour cherry organs. J. Fruit Ornam. Plant Res., 1994, 2
(3), 101-121.
21. Olszak M., Etiology of sour cherry fungal diseases in Poland: III. Pathogenicity of the
isolated fungi. J. Fruit Ornam. Plant Re., 1994, 2 (4), 165-184.
22. Petrycka H., Godlewska-Zabłocka E., Kolasa M., Mikroflora powietrza atmosferycznego
na obszarze oczyszczalni ścieków w Tychach-Urbanowicach. Gaz, woda i technika
sanitarna, 1995, 8, 272-274 (in Polish).
23. Rana B.K., Johri B.N., Thakur I.S., Formation and activities of xylan-hydrolysing
enzymes of Humicola grisea var thermoidea. World J. Microb. Biotechn. 1996, 12, 12-15.
24. Spotts R. A., Cervantes L. A., Effects of soil moisture, temperature and nutrient
availability on the population dynamics of Mucor piriformis. Mycol. Res., 1994, 98 (3),
342-346.
15
25. Stępalska D., Harmata K., Kasprzyk I., Myszkowska D., Stach A., Occurence of airborne
Cladosporium and Alternaria spores in Southern and Central Poland in 1995-1996.
Aerobiologia, 1999, 15, 39-47.