retrotranspozony a podatność na choroby nowotworowe

Transkrypt

POSTĘPY BIOLOGII KOMÓRKI
TOM 42 2015 NR 3 (445–464)
RETROTRANSPOZONY A PODATNOŚĆ NA CHOROBY
NOWOTWOROWE
RETROTRANSPOSONS AND HUMAN CANCER SUSCEPTIBILITY
Tomasz SAKOWICZ, Seweryn FRASIŃSKI
Katedra Genetyki Ogólnej, Biologii Molekularnej i Biotechnologii Roślin,
Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki
Streszczenie: Retrotranspozony (retroelementy) to klasa endogennych ruchomych elementów genetycznych, powszechnie obecnych w genomach kręgowców. W toku ewolucji wiele z nich utraciło swoją
aktywność, a część która nadal ją zachowała odgrywa istotną rolę w organizacji, ewolucji i funkcjonowaniu genomów. W genomie człowieka stanowią znaczącą część i reprezentowane są przez trzy rodziny:
LINE (przedstawiciel to elementy L1), SINE (sekwencje Alu) oraz SVA. Wszystkie zaliczane są do
kategorii retroelementów pozbawionych zakończeń LTR (ang. non-LTR transposons) i rozprzestrzeniają
się w genomach według podobnych zasad opisanych jako model „kopiuj i wklej” (ang. copy-and-paste).
Molekularny mechanizm procesu wbudowywania kopii elementów w nowe miejsca genomu określany
jest jako TPRT (ang. Target-Primed Reverse Transcription), a kluczowa rola przypisywana jest w nim
odwrotnej transkryptazie. Największy wpływ na genom człowieka mają elementy rodzin LINE i SINE tj.
odpowiednio długich i krótkich rozproszonych elementów jądrowych (ang. Long Interspersed Nuclear
Elements, Short Interspersed Nuclear Elements). Pierwsze z wymienionych to struktury autonomiczne,
natomiast SINE (podobnie jak SVA) w procesie transpozycji wykorzystują, niezbędną do tego celu,
maszynerię enzymatyczną kodowaną przez elementy LINE. Retroelementy, jako niekodujące DNA, długo traktowane były jako tzw. junk DNA, a obecnie uznane są za jeden z czynników wpływających m.in.
na ekspresję genów. Konsekwencją ich aktywności jest destabilizacja struktury genomu wynikająca z rekombinacji homologicznych oraz przypadków insercji de novo. W efekcie tych zjawisk dochodzi do
delecji, inwersji, duplikacji, insercji, czy translokacji fragmentów DNA, a ich skutki dla funkcjonowania organizmu zależą od rozmiarów i miejsca uszkodzeń. O najbardziej spektakularnych można mówić
kiedy pojawiają się w regionach kodujących, choć również w obszarze sekwencji niekodujących mogą
zakłócać ekspresję wybranych genów. Mutageneza związana z aktywnością tych elementów prowadzi do
wielu szkodliwych mutacji. Część z nich indukuje różne choroby genetyczne, w tym wiele postaci nowotworów, których komórki znane są ze swojej genetycznej niestabilności. U człowieka najczęściej przyczyniają się do niej elementy L1 i Alu z rodzin LINE i SINE. W komórkach nowotworowych wyróżnia
je znaczący spadek metylacji DNA w porównaniu z jej poziomem w komórkach prawidłowych.
Słowa kluczowe: Retrotranspozony, elementy L1 i Alu, stabilność genomu, nowotwory, metylacja DNA
446
T. SAKOWICZ, S. FRASIŃSKI
Summary: Retroelements are common class of endogenous mobile elements, which are present in
vertebrate genomes. Most of them had lost their activity throughout evolution, but some of them still
remain active and play a significant role in the organization, evolution and functioning of genomes.
In human genomes they are represented by three families: SINE (Alu sequences), LINE (represented
by L1 elements) and SVA elements. All of the above mentioned families constitute a major part of human genome and belong to the non-LTR retrotransposons which are inserted into the genome through
a “copy-and-paste” model via an RNA intermediate. Molecular mechanism involved in the integration
of copies of elements in the new genome space is referred as TPRT (Target-Primed Reverse Transcription). Retrotransposons utilize reverse transcriptase to copy themselves into new genome locations.
Among active retroelements, especially LINE (Long Interspersed Nuclear Elements) and SINE (Short
Interspersed Nuclear Elements) have the most significant impact on human genome. LINE are capable
of autonomous replication, whereas SINE (as well as SVA) exploit the LINE’s enzymatic machinery
to move themselves. Retroelements historically described as “junk DNA”, at present are considered
as regulators of gene expression. Alu and L1 elements are known to induce genetic instability resulting from the de novo insertion or by facilitating chromosomal rearrangements through homologous
recombination. The results of these processes are: deletions, inversions, translocations, duplications
or insertions of DNA fragments, the consequences of which for the organism depend on the size and
location of damage. The changes are most spectacular when they occur in the coding sequences of genomes. Nevertheless, even localized in the non-coding regions of genomes they can also make changes
in expression pattern of selected genes. Activity of L1 and Alu elements leads to many deleterious
mutations. Some of them induce different types of genetic diseases, including various forms of cancer
which cells are known for their genetic instability. The LINE and SINE elements have significant
contribution to these processes. Tumor tissues were described to have a significantly lower level of
methylation of L1 and Alu elements, compared to normal cells.
Key words: Retrotransposons, L1 and Alu elements, genome stability, tumors, DNA methylation
WSTĘP
Wiedza dotycząca genomu człowieka dowodzi, że mimo złożonych mechanizmów kontrolujących jego integralność, nie jest on strukturą stabilną. Znaczący
wpływ na tę sytuację mają ruchome elementy genetyczne, a wśród nich retrotranspozony bogato reprezentowane w genomie człowieka. Konsekwencją ich aktywności są liczne delecje, duplikacje, translokacje, insercje, których źródłem są insercje
de novo albo przypadki rekombinacji homologicznych między elementami danej
rodziny. W efekcie dochodzi do zmian strukturalnych i funkcjonalnych wśród których wymienić można m.in. generowanie alternatywnych promotorów, inaktywację
genów, tworzenie kryptycznych miejsc połączeń egzon-intron oraz sygnałów poliadenylacji mRNA czy zaburzeń w przebiegu alternatywnego splicingu pre-mRNA
[48]. Powszechność tego typu rearanżacji może powodować zmiany stanowiące
podłoże wielu chorób, w tym również nowotworowych jak: rak skóry, jelita grubego, piersi czy białaczka [22, 70, 88]. Zagadnieniom traktującym o powiązaniu
aktywności ruchomych elementów z chorobami genetycznymi poświęcono ostatnio
kilka cennych opracowań [11, 42].
RETROTRANSPOZONY A PODATNOŚĆ NA CHOROBY NOWOTWOROWE
447
Jak wspomniano, w zjawiskach niestabilności genetycznej istotna rolę odgrywają zmiany będące udziałem elementów genetycznych, niekiedy określanych
terminem „jumping genes”. Najnowsze dane sugerują, że nawet dwie trzecie genomu człowieka to pochodna obecności i aktywności w nim owych „skaczących
genów” [51]. Stosunkowo najlepiej scharakteryzowane i jednocześnie wywołujące
najbardziej spektakularne zmiany w genomie są retrotranspozony należące do klasy
non-LTR tj. elementy pozbawione długich terminalnych zakończeń typowych dla
innej klasy transpozonów. To najliczniejsza grupa ruchomych elementów w genomie ludzkim, stanowi ponad 30% wszystkich sekwencji (łącznie wszystkie typy
ruchomych elementów tworzą blisko 50% genomu). Ze wspomnianej puli ok. 17%
jest udziałem LINE, a ponad 11% – SINE. W odniesieniu do liczby kopii oznacza
to ponad 500 tys. LINE i ok. 1.1 mln SINE [28].
Potwierdzona aktywność elementów LINE w genomie człowieka sięga ok. 160
mln lat [52]. W toku ewolucji ogromna większość z nich ulegała częstym mutacjom
tracąc swoją pierwotną aktywność. Precyzyjna ocena liczby aktywnych elementów
nie jest łatwa. Wcześniejsze opracowania wskazywały, że jest ich jedynie ok. 4050 [16]. Obecnie szacuje się, że ok. 80-100 elementów L1 reprezentujących LINE
nadal posiada cechy zapewniające im zdolność do retrotranspozycji [36]. Kilkana�ście z nich traktowanych jest jako tzw. „gorące L1” odpowiedzialne za tworzenie
większości nowych insercji [11]. Wydaje się, że pewna pula L1 nadal nie została
zidentyfikowana i dokładnie zbadana [10].
LINE to struktury w pełni autonomiczne, a dzięki nim, możliwe jest również
funkcjonowanie elementów nieautonomicznych, w genomie ludzkim reprezentowanych przez sekwencje SINE i SVA [27, 41, 79]. Zdecydowanie bardziej istotną
rolę, głównie ze względu na niezwykłą liczbę kopii w genomie człowieka, odgrywają sekwencje SINE reprezentowane przez rodzinę Alu (wykryta dzięki hydrolizie genomowego DNA restryktazą Alu I). Uznawane są one za młodsze ewolucyjnie niż LINE (aktywność notowana na przestrzeni ok. 65 mln. lat [9]) i tworzą
najbardziej obfitą frakcję sekwencji repetytywnych genomu człowieka. Ich insercje
w egzonach, intronach czy motywach regulatorowych genów leżą u podłoża wielu
chorób genetycznych [48, 95]. Z ponad miliona kopii Alu, w genomie człowieka
aktywnych jest obecnie prawdopodobnie niecały tysiąc [79].
Najniższą aktywność retrotranspozycyjną wykazują elementy SVA, najmłodsze ewolucyjnie w grupie sekwencji non-LTR (ok. 25 mln lat). Są też zdecydowanie najmniej liczne (kilkaset do kilku tys.) [23]. Podobnie jak w przypadku L1
i Alu, również nieliczne SVA utrzymują aktywność w genomie człowieka, szacuje się że jest ich 20-50 [42].
Przypadki retrotranspozycji wiązane są głównie z wczesnymi etapami embriogenezy [49]. Ma ona miejsce w męskich jak i żeńskich komórkach rozrodczych oraz
komórkach somatycznych [7, 86]. Poza sprawnością wewnętrznych mechanizmów
kontroli stabilności genomu wpływ na aktywność ruchomych elementów mogą
448
mieć też czynniki środowiskowe jak promieniowanie jonizujące, obecność metali
ciężkich czy zanieczyszczenia powietrza [93]. Wskazanie bezpośredniej zależności
między ich wpływem na aktywność elementów, a generowaniem określonych chorób
nie jest łatwe. Wyniki badań dowodzą, że zmiany genomu powiązane z aktywnością
elementów LINE, SINE czy SVA są zdecydowanie bardziej powszechne w komórkach nowotworowych niż tkankach zdrowych [18, 48].
Podatność poszczególnych regionów genomu na przyjmowanie insercji ruchomych elementów nie jest jednakowa. Wyższą obserwowano w obszarach aktywnej chromatyny co ma związek m.in. ze zmianami w metylacji DNA czy różnymi
formami modyfikacji histonów [9]. Można wskazać też preferencje w lokalizacji
insercji na poziomie wewnętrznej struktury genów (wyraźnie częstsze w obszarach
intronów). Ich dystrybucja między poszczególnymi chromosomami ma właściwie
charakter stochastyczny. Z reguły tej wyłączyć jednak należy chromosomy X i 17
gdzie przypadki insercji i rekombinacji w obecnych tam genach są wyraźnie częstsze niż w pozostałych chromosomach [48].
Przykłady transpozycji ruchomych elementów genetycznych w ludzkim genomie
i związanej z tym niestabilnością genetyczną oraz stanami chorobowymi były identyfikowane i opisywane już w latach 80-tych minionego stulecia, jednakże obecna wiedza na ten temat ciągle nie jest pełna. Jednocześnie, problem pozostaje nadal bardzo
aktualny, o czym świadczą liczne i cenne opracowania poświęcone tej tematyce, które
ukazały się w ostatnich latach [11, 42, 70].
TYPY I BUDOWA RETROTRANSPOZONÓW NON-LTR
RODZINA ELEMENTÓW LINE
Długie rozproszone elementy jądrowe typu LINE (ang. Long Interspersed
Nuclear Elements), w zależności od rodziny, osiągają długość 5-10 kpz. Najbardziej reprezentatywnym przedstawicielem LINE w genomie człowieka są elementy L1. Ich długość sięga ok. 6 tys. nukleotydów i flankowane są strukturami
5’ i 3’ UTR (ang. UnTranslated Region). Pierwszy z wymienionych regionów,
bogaty w motywy CpG, zawiera wewnętrzny promotor przypominający eukariotyczne promotory genów tRNA transkrybowanych przez polimerazę RNA II (ryc.
1a). W tym samym obszarze potwierdzono też aktywność antysensownego promotora (ASP) pozwalającego na kotranskrypcję sekwencji genomowych umieszczonych powyżej 5’UTR [59]. Wewnętrzną (centralną) część wszystkich LINE
tworzą dwie otwarte ramki odczytu. Pierwsza, ORF-1, odpowiedzialna jest za
kodowanie białka opiekuńczego p40 (ang. nucleic acid chaperone), które zabezpiecza przed degradacją przejściową hybrydę LINE-mRNA. Zaangażowane jest
449
też w proces odwrotnej transkrypcji [58]. W badanych gatunkach obserwowano
znaczną różnorodność produktów ORF1 związaną, w głównej mierze, z brakiem
konserwatyzmu regionów N-terminalnych. ORF1 nie jest strukturą jednorodną,
jej budowa różni się u poszczególnych przedstawicieli elementów LINE. Od strony 5’ sąsiadującej z UTR występuje region CC (ang. Coiled Coil), część centralną
zajmuje domena/y RRM (ang. RNA Recognition Motif), zaś prawą flankę stanowi
wysoce konserwatywny region CTD (ang. C-Terminal Domain). Wśród elementów LINE identyfikowano kilka modeli organizacji ORF1. Bardziej powszechny,
obecny w szerszym spektrum gatunków to taki z dwiema domenami RRM zawierającymi liczne motywy tzw. palców cynkowych CCHC. W L1, najbardziej typowym reprezentancie LINE w genomie ludzkim, region CC poprzedza pojedyncza
domena RRM.
Druga z wymienionych ramek odczytu –ORF2, jest blisko cztery razy dłuższa
od ORF1 (w L1 – 4 kpz wobec 1 kpz) i koduje duże białko o masie ok. 150 kDa,
kluczowe dla aktywności LINE. ORF2 składa się z dwóch domen: odwrotnej tran-
RYCINA 1. Struktura retroranspozonów typu non-LTR obecnych w genomie człowieka (szczegółowy
opis w rozdziale 2). a) elementy LINE1 reprezentowane w genomie człowieka przez sekwencje L1, b)
SINE reprezentowane przez Alu, c) SVA (SINE-VNTR-Alu)
FIGURE 1. Structures of non-LTR retrotransposons in human genome. a) LINE1 elements represented
by L1 sequences. b) SINE elements represented by Alu sequences. c) SVA elements (SINE-VNTR-Alu)
450
skryptazy (RT), z blokami wysoce konserwatywnych sekwencji oraz endonukleazy
(EN), biorącej udział w nacinaniu nici DNA w miejscu insercji LINE. Z regionem
3’UTR bezpośrednio sąsiaduje część C ORF2 kodująca liczne cysteiny, niezbędne
w procesie powielania LINE. Mutacje pojawiające się w tym obszarze zaburzają
transpozycję. Stopień ewolucyjnego konserwatyzmu ORF2 jest znacznie wyższy niż w przypadku ORF1. Od strony końca 3’ elementy LINE zamyka region
3’UTR, w obszarze którego zlokalizowany jest sygnał poliadenylacji AATAAA.
Ogony poli A mają długość od kilkunastu do ponad 200 nukleotydów (ryc. 1a).
Powyższy opis dotyczy elementów pełnej długości, ze wszystkimi domenami
niezbędnymi do ich powielania i transpozycji. W genomie człowieka ogromna większość z pośród ok. 500 tys. kopii L1 to postaci uszkodzone, głównie od strony końca
5’ (efekt przedwcześnie zakończonej syntezy nowej nici DNA), co sprawia, że utraciły one swoją pierwotną funkcjonalność [30].
RODZINA ELEMENTÓW SINE
Wszystkie, poznane do tej pory nieautonomiczne retroelementy klasy SINE
(ang. Short Interspersed Nuclear Elements), wywodzą się z trzech rodzajów genów – tRNA, 5S rRNA oraz 7SL RNA. Wspólną cechą wszystkich sekwencji
należących do tej grupy jest obecność promotora RNA polimerazy III. W genomie
człowieka reprezentantem SINE są specyficzne dla naczelnych sekwencje Alu,
obecne tu w ponad milionie kopii, a ewolucyjnie wywodzące się z cząsteczek 7SL
RNA. Te małe cytoplazmatyczne RNA (ok. 300 nukleotydów) są składnikiem
kompleksu rybonukleinoproteinowego SRP (ang. Signal Recognition Particle)
zaangażowanego w rozpoznanie i transport białek przez błony plazmatyczne.
Sekwencje Alu przybierają postać dimeru długości 280-300 pz zbudowanego
z dwóch podobnych, ale nieidentycznych monomerów, pochodzących od wspomnianych 7SL RNA [3, 35]. Monomery (ramiona A i B) połączone są krótkim odcinkiem
łącznikowym bogatym w adeniny (ryc. 1b). W połowie długości lewego ramienia
zlokalizowany jest wewnętrzny promotor RNA polimerazy III. Koniec 3’ ramienia
A stanowi długi ogon polyA niezbędny w mechanizmie amplifikacji [25, 52]. Żaden
z przedstawicieli Alu nie koduje własnych białek (elementy nieautonomiczne), stąd
w procesie transpozycji, współdziałają one z retrotranspozonami klasy LINE, wykorzystując kodowaną przez nie „maszynerię” enzymatyczną niezbędną do tego celu.
Wszystkie elementy Alu otoczone są przez odcinki TSD tj. proste powtórzenia
różnej długości (najczęściej kilkanaście nukleotydów), będące pozostałością po
ich insercji w nowe miejsca genomu (ang. Target Site Duplication).
451
RODZINA ELEMENTÓW SVA
Trzecia, obok LINE i SINE, rodzina retroelementów typu non-LTR obecna
w genomach w linii naczelnych. Nieautonomiczna i najmniej powszechna. Pierwotnie określana jako SINE-R gdzie R wskazywało na obecność w nich sekwencji o pochodzeniu retrowirusowym. SVA jest skrótem od SINE-VNTR-Alu, co
w dużej mierze wyjaśnia złożony charakter tych elementów i jednocześnie wskazuje na struktury, które je tworzą. Elementy SVA pełnej długości oflankowane
są przez L1-podobne sekwencje TSD, podobnie jak w przypadku SINE, będące
pozostałością po ich wbudowaniu w genom. Koniec 5’ tworzą heksametrowe powtórzenia o motywie (TTTCTC)n poprzedzające sekwencję wysoce homologiczną wobec antysensownej nici elementów Alu. Centralna domena SVA to bogaty w pary GC region VNTR (ang. Variable Number Tandem Repeats) złożony
z licznych, tandemowych powtórzeń motywów o długości 37-51 pz. Prawe ramię
SVA stanowi część opisywana jako SINE-R zakończona sygnałem poliadenylacji
AATAAA i bezpośrednio poprzedzająca ogon poli A, zamykający cały element
SVA na końcu 3’. SINE–R to sekwencja wywodząca się z endogennych retrowirusów ludzkich HERV-K10 zakończona regionem bogatym w adeniny (ryc. 1c). Długość opisywanych elementów jest bardzo zróżnicowana i wynosi 1000-4000 pz. Ok.
63% elementów SVA obecnych w genomie ludzkim zawiera wszystkie wymienione
wyżej części. Liczba kopii tych sekwencji w genomie szacowna jest na 2.7-7 tys. (ok.
0.13% genomu), co w zestawieniu z liczbą kopii L1 (ok. 500 tys.) czy Alu (ponad
1.1 mln) stanowi niewielką wartość. Ze względu na różnice w budowie dodatkowo
klasyfikowane są w sześć podtypów [78].
AKTYWNOŚĆ RUCHOMYCH ELEMENTÓW VS CHOROBY
GENETYCZNE
Pula chorób wiązanych bezpośrednio z insercjami de novo lub przypadkami rekombinacji homologicznych między przedstawicielami retrotranspozonów
w genomie człowieka jest znaczna i obejmuje obecnie ok. 100 chorób genetycznych. Ponad 60 z nich wynika z aktywności Alu, ponad 30 związana jest z L1 [3,
18, 42, 48]. Analizy chromosomowej lokalizacji tych insercji wskazują na pewne
preferencje. Rearanżacje strukturalne dotyczą przede wszystkim kilku genów występujących w chromosomie X. Wydają się one bardziej podatne na przyjmowanie rozmaitych zmian, które dominują wobec tych, identyfikowanych w pozostałych chromosomach [24].
452
Lista chorób związanych z formami aktywności sekwencji Alu obejmuje m.in.:
hemofilie typu A i B, agammaglobulinemię Brutona, chorobę Menkesa, chorobę Denta, syndrom hiperimmunoglobulin M czy adrenoleukodystrofię [13, 38].
Również insercje elementów L1 najliczniej pojawiają się w chromosomie X i są
źródłem takich chorób jak: dystrofia miotoniczna Duchenne’a, syndrom Coffina-Lowry’ego, przewlekłe choroby ziarniakowe czy choroidermia [21]. Wymieniona
wyżej agammaglobulinemia, kojarzona jest także z insercją elementów SVA w locus BTK chromosomu X.
Pomiędzy kopiami elementów ruchomych dochodzi też do przypadków nierównomiernych rekombinacji homologicznych, prowadzących do delecji, insercji czy
bardziej złożonych rearanżacji. Zmiany te leżą u podstaw takich jednostek chorobowych jak zespoły: Lescha-Nyhana, Ehlersa-Dansola, choroba Taya-Sachsa czy
trombofilia [24]. Wartości liczbowe zmian związanych z aktywnością Alu w genomie ludzkim wskazują, że rekombinacje między homologicznymi elementami bywają źródłem blisko 500 delecji, które osiągają długość do 400 pz [84]. Analogiczna
wartość w odniesieniu do delecji wynikających z rekombinacjami między elementami L1 to ok. 80 przypadków [40]. Mniej liczne są delecje będące konsekwencją
insercji ruchomych elementów. Tych spowodowanych przez Alu jest 23, a dla L1
i SVA odpowiednio – 31 i 13 [85, 89]. Wiele wskazuje jednak, że przytoczone war�tości mogą być niedoszacowane, jako że skuteczność konwencjonalnych metod
screeningu mutacji ciągle nie jest najwyższa, szczególnie jeśli sytuacja dotyczy dużych fragmentów DNA, np. tych będących udziałem elementów L1 [87].
W chromosomach innych niż X insercje sekwencji Alu, L1 i SVA są znacznie
rzadsze, niemniej pojawiają się w wielu z nich. I tak, obecność genów uszkodzonych w wyniku aktywności elementów Alu oraz wiązane z nimi schorzenia, wykazano w chromosomach: 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 16 i 17. Dla elementów
L1 i SVA liczba takich chromosomów jest mniejsza, w przypadku L1 dotyczy chromosomów: 3, 5, 8, 9, 11 i 17, a dla sekwencji SVA –1, 6, 9, 11 [42]. Na przytoczonej
liście brak pewnych chromosomów, co jednak nie musi być równoznaczne z faktem, że przypadków insercji na pewno w nich nie ma. Możliwe bowiem, że nie
zostały do tej pory jednoznacznie zidentyfikowane.
Część ze zmian strukturalnych wiązanych z niestabilnością genetyczną ma
bezpośredni związek z licznymi chorobami o podłożu nowotworowym. Bliższe dane na ten temat zamieszczono w tab. 1. (choroba, chromosom, gen, rodzaj
mutacji). Przypadki nowotworów będących pochodną aktywności głównie elementów L1 i Alu są liczne i dotyczą takich postaci raka jak: rak piersi, białaczka
szpikowa, nerwiakowłókniakowatość, rak jajnika, rak jelita grubego, guz desmoidalny, rozlany rak żołądka, barwnikowe zwyrodnienie siatkówki, mięsak Ewinga
czy rak płuc [66, 68, 82].
453
TABELA 1. Przykłady aktywności elementów L1, Alu i SVA w genomie człowieka powiązane
z nowotworami
TABLE 1. Activity of selected L1, Alu and SVA elements vs human cancers
Lokalizacja
Uszkadzany
–chromosom,
Typ mutacji
gen/locus
egzon/intron
rodzaj
TE
Choroba/typ
nowotworu
L1
Rak piersi
8q24
intron
c-myc
insercja
[22, 65]
Rak jelita grubego
(rozwinięty z rodzinnej polipowatości
gruczolakowatej)
5q21.22
egzon
APC
insercja
[48, 63]
Nerwiakowłókniowatość
17q11.2
egzon
NF1
insercja
[48, 102]
Nerwiakowłókniowatość
17q11.2
intron/egzon
NF1
insercja
delecje
[48, 96, 102]
Rak jelita grubego
(rozwinięty z dziedzicznych guzów
desmoidalnych)
5q21-q22
egzon
3’UTR
APC
insercja
[22, 39, 42]
Rak piersi
17q21
egzon
BRCA1
insercja
[22, 94]
Rak piersi
17q21
egzon
BRCA1
[22, 62, 105]
Rak piersi
13q12.3
egzon
delecja,
duplikacja/
triplikacja
BRCA2
insercja
[42, 63, 94]
Rak piersi
13q12.3
egzon
BRCA2
[22, 62]
Wrodzony rozlany rak
żołądka
16q22.1
egzon
delecja,
duplikacja/
triplikacja
CDH1
delecja
[52, 71]
Rak wątrobokomórkowy
1p36.3
egzon
CAD
delecja
[22, 44]
Zespół von Hippla-Lindaua (naczyniakowatość
siatkówkowo-móżdżkowa)
3p26.25
intron/egzon
VHL
delecja
[12, 19, 34]
Nowotwór jajnika
11q22.23
intron/egzon
PGR
insercja
[48, 81]
Alu
Literatura
454
rodzaj
TE
SVA
Choroba/typ
nowotworu
Lokalizacja
Uszkadzany
–chromosom,
Typ mutacji
gen/locus
egzon/intron
Literatura
Zespół Lyncha
(HNPCC)
3p21.3
egzon
MSH1
delecja
[48, 56, 100]
Zespół Lyncha
(HNPCC)
2p21
egzon/intron
MSH2
delecja
duplikacja
[48, 56, 64,
100]
Ostra białaczka
limfoblastyczna
T-komórkowa
6q23.3
MYB
duplikacja
[14, 67]
Mięsak Ewinga
t(5q23q31)
(18q12)
EWSR1-ETV
translokacja
[52, 72]
Przewlekła białaczka
szpikowa
t(9;22)
(q34;q11)
BCR-ABL
translokacja
[22, 47]
Zespół Lyncha
(HNPCC)
7p22.2
Intron
6p21.3
cały gen
PMS2
insercja
[48, 50]
HLA-A
delecja
[50, 92]
Białaczka
Podłoże chorób bywa różne, w wielu przypadkach nadal nie zostało precyzyjnie zdefiniowane. Spekulacje zmierzające do wyjaśnienia molekularnego podłoża podwyższonej aktywności retroelementów wskazują np. na indukcję grupy
genów zaangażowanych w proliferację i podatność komórek nowotworowych do
przerzutów [15]. Możliwe też, że mechanizmy prowadzące do hipometylacji DNA
(stan obserwowany w komórkach licznych postaci nowotworów) mają związek ze
spadkiem aktywności metylotransferaz czy niedoborem w diecie ich prekursorów
(S-adenozylometionina, kwas foliowy). Do dziś nie ma jasnej odpowiedzi na te pytania. W przypadku niektórych postaci nowotworów np. raka piersi (również choroby
Menkesa) insercja Alu w genie spowodowała zaburzenia w prawidłowym składaniu jego pre-mRNA [26]. Do klasycznych przykładów insercji de novo związanych
z mechanizmem TPRT (ang. Target-Primed Reverse Transcription) tj. wbudowywania elementów Alu i L1 w nowe miejsca genomu dochodzi np. w obszarze takich genów jak: APC (mutacja wiązana z rakiem jelita grubego), BRCA1, BRCA2,
(rak piersi/jajnika), MLVI (leukemia) czy NF1 (nerwiakowłókniakowatość) [52].
Z kolei przypadki nieallelicznych rekombinacji homologicznych (NAHR) między
elementami Alu prowadzą do delecji w genach: CHEK (rak prostaty), MEN1 (gruczolakorakowatość), CDH1 (rozlany rak żołądka), duplikacji pojawiającej się w genie MLL1 (wiązana z ostrą białaczką limfo blastyczną) czy translokacji w genie
EWRS1 (guz Edwinga tj. pierwotny, złośliwy nowotwór kości, dotykający głównie
ludzi młodych [54].
455
Z przytoczonych wcześniej danych widać, że specyficznych miejsc aktywności elementów genetycznych w genomie jest wiele, co jak się wydaje, może dawać
podstawy do analiz preferencji w ich wyborze. Kwestia ta również nie jest jednak
rozstrzygnięta. Trudno zaproponować uogólnioną tezę wobec wszystkich typów
retrotranspozonów. W przypadku sekwencji SINE wyraźnie, jako docelowe miejsca
insercji, dominują te zlokalizowane w regionach bogatych w geny. Odmienna sytuacja dotyczy elementów L1, ich kopie częściej na miejsce integracji z genomem wybierają obszary bogate w nukleotydy AT [10]. Jedną z istotnych cech wymienionych
elementów jest wyraźna różnica w ich długości. L1, w aktywnej postaci, to elementy sięgające kilku do ok. 6 kpz, podczas gdy Alu należące do SINE, są niemal 20
razy krótsze. Wydaje się oczywiste, że konsekwencje wbudowania L1 byłyby bardziej spektakularne. Insercje takie mogą prowadzić do poważniejszych, niż w przypadku Alu, zaburzeń nie tylko w strukturze, ale również zagrażać funkcjonowaniu
genu/genomu. Ponieważ oba rodzaje opisywanych elementów powielane są według podobnego mechanizmu (wspomniany już wcześniej TPRT, tj. utwierdzona
docelowo odwrotna transkrypcja [33]), wydaje się prawdopodobne, że w przypadku
L1 komórka uruchamia dodatkowe mechanizmy, blokujące ich dostęp w obszary
o wyższym zagęszczeniu genów lub osłabiające ich aktywność transpozycyjną [99].
CZYNNIKI WARUNKUJĄCE AKTYWNOŚĆ
RETROTRANSPOZONÓW
Na aktywność retrotranspozonów wpływają zarówno czynniki zewnętrzne jak
i liczne procesy wewnątrzkomórkowe. Z tych pierwszych wspomnieć można np.
o aktywującym wpływie benzopirenów. To węglowodory aromatyczne obecne
w dymie (m.in. w dymie tytoniowym) , smogu, w dużych ilościach powstają wskutek spalania śmieci (tworzyw sztucznych). Stężenie tych związków w powietrzu
jest jednym z parametrów oceny jego jakości. Benzopireny wprowadzane są też do
organizmu za pośrednictwem żywności (potrawy wędzone). Zostały zidentyfikowane jako czynniki ryzyka w raku jelita grubego, raka piersi i płuc [91]. Podobne
dane odnotowano też w przypadku komórek poddanych ekspozycji na nikiel [32].
Liczne publikacje poświęcone są roli jaką w aktywności ruchomych elementów
genetycznych odgrywa stan stresu oksydacyjnego i związanego z nim uwalniania
reaktywnych form tlenu (głównie wolnych rodników). Ich obecność w komórce
prowadzi do uszkodzeń DNA, zwiększa niestabilność genomu, co sprzyja aktywności retrotranspozonów oraz przyczynia się do inicjowania i progresji procesów
nowotworzenia [61]. Wiąże się też z niezwykle istotnym zjawiskiem zarówno
w kontekście aktywności genów jak i ruchomych elementów jakim jest hipometylacja wybranych regionów genomu [37, 103]. Wspomniane wolne rodniki mogą być
456
jedną z przyczyn (lub konsekwencją) tego procesu [74]. Rezultaty badań Huang
i wsp. proponują biologiczny mechanizm wyjaśniający redukcję metylacji elementów L1 związaną z obecnością w komórce reaktywnych form tlenu [45].
Identyfikacja miejsc transpozycji L1 dowodzi, że pozostają one w ścisłej korelacji z wzorami hipometylacji genomowego DNA. Tym epigenetycznym zmianom towarzyszy wyraźny wzrost aktywności retroelementów [11]. Wskazanie
wspomnianych miejsc możliwe jest dzięki technologiom sekwencjonowania nowej generacji oraz nowym algorytmom do analiz danych. Wdrożono do tego celu
np. program SPANNER czy nowszy TANGRAM stwarzający m.in. możliwość
porównywania lokalizacji elementów Alu w komórkach prawidłowych i liniach
nowotworowych oraz łączenie tych danych z konkretnymi schorzeniami [1, 54].
Stosowne programy ukierunkowane są też na charakterystykę profilu metylacji DNA. Ma on szczególne znaczenie w obszarze niekodujących sekwencji rozproszonych w genomie oraz w regionach wysp CpG promotorów genów [98].
W pierwszym przypadku sytuacja bezpośrednie skorelowana jest z niestabilnością
genomu i progresją nowotworów, w drugim, z mechanizmem inaktywacji nowotworowych genów supresorowych [80, 82]. W świetle dostępnych danych, można
mówić o globalnej hipometylacji genomu (regiony międzygenowe i introny), a równocześnie hipermetylacji regionów promotorowych genów jako wspólnych cechach
komórek nowotworowych [43]. Ponieważ retroelementy stanowią znaczącą część
genomu człowieka to poziom ich metylacji może być traktowany jako użyteczny
marker metylacji całego genomu, a dane takie kojarzyć można z wczesnymi etapami nowotworów, co stwarza szanse monitorowania postępów choroby [76, 82].
W komórkach prawidłowych sekwencje Alu i L1 są wysoce metylowane. Stan
taki zapewnia niski poziom ich transkrypcji, a w konsekwencji hamowanie procesów retrotranspozycji i jest jednym z głównych mechanizmów komórkowej kontroli aktywności omawianych elementów [83]. W komórkach nowotworowych
dokumentowano zjawisko hipometylacji Alu i L1 prowadzącej do wzrostu aktywności transkrypcyjnej tych elementów [6, 53, 90]. Dochodzi do ich wzmożonej
amplifikacji i wbudowywania kolejnych kopii w nowe miejsca, a w konsekwencji
zaburzenia stabilności genomu [82]. Szacuje się, że zwartości 5-mC decydującej
o statusie metylacji w komórkach różnych nowotworów w porównaniu z komórkami prawidłowymi zmniejsza się zwykle nawet o kilkanaście procent [24, 29].
Pierwsze przypadki hipometylacji L1 odnotowane zostały w wielostopniowej kancerogenezie raka jelita grubego (insercja L1 w genie supresorowym
APC) [63, 90]. Kolejne lata przyniosły doniesienia wskazujące, że wiele innych
postaci raka powiązanych jest również ze spadkiem poziomu metylacji elementów LINE. Hipometylację sekwencji LINE-1 obserwowano w przypadkach raka
piersi, pęcherza moczowego, jajnika, wątroby, czerniaka, raka przełyku czy gruczolakoraka płuc [4, 73, 76, 82, 101]. Badania Balciano i wsp. nad elementa�mi L1 dowodzą, też że hipometylacja jego regionu 5’UTR (miejsce lokalizacji
457
wewnętrznego promotora) w komórkach nowotworowych wywołuje zauważalny
wzrost poziomu mRNA-L1 i wzmożoną ekspresję białek ORF1p i ORF2p [14]. Po�miar komórkowego poziomu tych cząsteczek, obok oceny statusu metylacji transpozonów, stanowi podstawę testów będących miarą aktywności retroelementów,
a rezultaty są jedną z przesłanek w prognozach nowotworowych [69, 75]. Z tych
samych badań wynika, że hipometylacja LINE jest procesem wcześniejszym wobec
analogicznych sytuacji w sekwencjach Alu.
Podobna, jak opisana wyżej, sytuacja dotyczy również sekwencji Alu. Proces
demetylacji tych elementów wiązany jest m.in. z takimi nowotworami jak glejak, rak
jamy ustnej czy żołądka [6, 16, 20, 60, 77]. Sekwencje Alu są stosunkowo bogate
w reszty CpG uznawane za miejsca powszechnej metylacji. Odpowiadają za ok. 25%
zmetylowanych miejsc genomu [104]. Insercje elementów Alu mogą być też źródłem
nowych wysp CpG i wpływać na zmiany w ekspresji genów położonych w pobliżu
takich miejsc. W świetle aktualnych danych nie jest jasne czy to metylacja Alu staje
się siłą napędową zmian w ekspresji sąsiadujących genów czy raczej metylacja Alu
wynika z cech i aktywności genów sąsiadujących z tymi elementami.
Zmiany genomowe wynikające z aktywności ruchomych elementów (i wiązane z nimi schorzenia) są udziałem nie tylko sekwencji Alu i L1. Dotyczą również elementów SVA, niemniej są one znacząco rzadsze i powodowane głównie
insercjami zaburzającymi prawidłowy przebieg alternatywnego składania genów.
Możliwe, że SVA wywierają wpływ na epigenetyczne i transkrypcyjne parametry
w locus, w którym występują bez potrzebny retro transpozycji, co ma związek
z pierwszorzędową strukturą elementów SVA, szczególnie z liczbą i charakterem
ich domeny złożonej z powtórzeń tandemowych w części VNTR [2].
Analizując zdolność transpozycyjną elementów L1 i Alu warto wspomnieć też
o takich czynnikach komórkowych jak cytydynowa deaminaza APOBEC3 [17]
czy MOV10 – helikaza RNA współpracująca z kluczowym w procesie wyciszania
RNA kompleksem AGO2, której aktywność prowadzić może do blokowania translacji lub degradacji L1 RNA [5, 57].
Przykłady chorób genetycznych wynikające z aktywności ruchomych elementów wspomniane w rozdziałach oraz te wymienione w tabeli 1. stanowią jedynie część przypadków zakłócenia stabilności genomu powodowanych przez retroelementy. Większość, ze względu na ich lokalizacje nie mające konsekwencji
funkcjonalnych była w kolejnych generacjach tracona z puli genowej populacji
ludzkiej lub jako szkodliwa, eliminowana na drodze negatywnej selekcji. Wydaje
się, że nowe podejścia metodyczne np. oparte o technologie sekwencjonowania
nowej generacji (ang. Next-Generation Sequencing, NGS) są na tyle obiecujące,
że w nieodległej przyszłości pula informacji na temat aktywności elementów i jej
powiązania z chorobami będzie znacząco większa [46].
Jeszcze stosunkowo niedawno, regulacja ekspresji związana z aktywnością
transpozonów rozpatrywana była jedynie w odniesieniu do specyficznych genów.
458
Wyniki ostatnich lat wskazują też na obecność tych elementów w wielu sekwencjach regulatorowych jak promotory, sekwencje wzmacniające, sygnały poliadenylacji czy miejsca akceptorowe i donorowe splicingu, co sprawia, że zmianom
ulegają transkrypty genów położone w regionie ich aktywności [55, 97].
Mechanizmy komórkowe odpowiedzialne za kontrolę i utrzymanie integralności
genomu osiągnęły, również w odniesieniu do ruchomych elementów, stan równowagi
między dwiema tendencjami rozwojowymi. Zbyt szybkie tempo tworzenia nowych
kopii mogłoby w konsekwencji zwiększać prawdopodobieństwo uszkodzeń genów, co
za tym idzie ich funkcjonowania, zależnie od miejsca, charakteru i wielkości uszkodzeń DNA. Z drugiej strony, zbyt wolne tempo powielania elementów genetycznych
mogłoby prowadzić do ich uszkodzeń, inaktywacji i degradacji, a w dłuższej perspektywie eliminacji z genomu. W sytuacji kiedy sekwencje te tworzą ogromną część
struktury genomów, byłoby to zjawisko niekorzystne, z konsekwencjami trudnymi
do przewidzenia. Tak więc utrzymywanie stanu równowagi między wymienionymi
tendencjami wydaje się istotnym czynnikiem warunkujących obecność i aktywność
ruchomych elementów genetycznych w genomach [11].
PODSUMOWANIE
Rola jaką pełnią retrotranspozony w rozwoju chorób nowotworowych (również
chorób o innym podłożu) nie jest dokładnie poznana. Mimo niemałej puli danych
na ten temat, ciągle bez jednoznacznej odpowiedzi pozostaje pytanie –w jaki sposób
aktywność retroelementów połączyć z wybranymi chorobami? Niejasnym pozostaje m.in. fakt czy podwyższona aktywność elementów L1 jest skutkiem czy przyczyną procesu ontogenezy. Nie ma natomiast wątpliwości co do tego, że aktywność
retrotranspozonów wiązana jest z niestabilnością genetyczną prowadzącą do zmian
strukturalnych i funkcjonalnych genomu, a przypadki mutagenezy leżą u podłoża
wielu chorób genetycznych [46]. Problematyka budzi stałe zainteresowanie i od lat
jest obiektem żywej dyskusji. Pewne nadzieje wiązane są m.in. z opracowaniem nowych metod badawczych czego przykładem może być HT-TREBS tj. specjalna metoda sekwencjonowania genomu (np. High-Throughput Targeted Repeat Element
Bisulfite Sequencing) ukierunkowana na identyfikację miejsc metylacji w specyficznych locus i powiązanie tych danych z miejscami retrotranspozycji w określonych regionach genomu ludzkiego [44, 45]. Nowe metody badawcze ułatwiają nie
tylko identyfikację miejsc transpozycji związanych z aktywnością ruchomych elementów, ale także powiązanie tego zjawiska z szeregiem procesów biologicznych
w tym m.in. z procesami kancerogenezy. Ostatnia dekada obfituje w publikacje,
których autorzy starają się zebrać nowe dane dotyczące aktywności ruchomych elementów, niestabilności genetycznej, zmian w ekspresji genów, hipometylacji DNA
i odnieść je do progresji nowotworów. Możliwe, że rozwiązanie tych złożonych
zagadnień pozwoli zaproponować kierunki skutecznej terapii antynowotworowej.
459
PODZIĘKOWANIA
Praca finansowana z – umowa 506/041157 nr B1411000000201
LITERATURA
[1]
[2]
[3]
[4]
[5]
[6]
[7]
[8]
[9]
[10]
[11]
[12]
[13]
[14]
[15]
[16]
[17]
[18]
[19]
Abecasis GR, Altshuler D, Auton A, Brooks LD, Durbin RM, Gibbs RA, Hurles ME, Mcvean GA.
A map of human genome variation from population-scale sequencing. Nature 2010; 467: 1061-73.
Abigail SL, Bubb VJ, Quinn JP. What role do human specific retrotransposons play in mental health and
behaviour? Curr Trends Neurol 2013; 7: 57-68.
Ade C, Roy-Engel AM, Deininger PL. Alu elements: an intrinsic source of human genome instability.
Curr Opin Virol 2013; 3: 639-45.
Akers SN, Moysich K, Zhang W, Collamat Lai G, Miller A, Lele S, Odunsi K, Karpf AR. LINE1
and Alu repetitive element DNA methylation in tumors and white blood cells from epithelial ovarian cancer patients. Gynecol Oncol 2014; 132: 462-7.
Arjan-Odedra S, Swanson CM, Sherer NM, Wolinsky SM, Malim MH. Endogenous MOV10 inhibits the retrotransposition of endogenous retroelements but not the replication of exogenous
retroviruses. Retrovirology 2012; 9: 53.
Bae JM, Shin S-H, Kwon H-J, Park S-Y, Kook MC, Kim Y-W, Cho N-Y, Kim N, Kim T-Y, Kim D,
Kang GH. ALU and LINE-1 hypomethylations in multistep gastric carcinogenesis and their prognostic
implications. Int J Cancer J Int Du Cancer 2012; 131: 1323-31.
Baillie JK, Barnett MW, Upton KR, Gerhardt DJ, Richmond TA, de Sapio F, Brennan PM, Rizzu P,
Smith S, Fell M, Talbot RT, Gustincich S, Freeman TC, Mattick JS, Hume DA, Heutink P, Faulkner
GJ. Somatic retrotransposition alters the genetic landscape of the human brain. Nature 2011; 479: 534-7.
Bakshi A, Ekram MB, Kim J. Locus-specific DNA methylation analysis of retrotransposons in ES,
somatic and cancer cells using High-Throughput Targeted Repeat Element Bisulfite Sequencing. Genomics Data 2015; 3: 87-89.
Batzer MA, Deininger PL. Alu repeats and human genomic diversity. Nat Rev Genet 2002; 3: 370-9.
Beck CR, Collier P, Macfarlane C, Malig M, Kidd JM, Eichler EE, Badge RM, Moran JV. LINE-1
retrotransposition activity in human genomes. Cell 2010; 141: 1159-1170.
Beck CR, Garcia-Perez JL, Badge RM, Moran JV. LINE-1 elements in structural variation and disease. Annu Rev Genomics Hum Genet 2011; 12: 187-215.
Belancio VP, Deininger PL, Roy-Engel AM. LINE dancing in the human genome: transposable elements and disease. Genome Med 2009; 1: 97.
Belancio VP, Hedges DJ, Deininger P. Mammalian non-LTR retrotransposons: for better or worse, in
sickness and in health. Genome Res 2008; 18: 343-58.
Belancio VP, Roy-Engel AM, Deininger PL. All y’all need to know ‘bout retroelements in cancer.
Semin Cancer Biol 2010; 20: 200-10.
Belkhiri A, El-Rifai W. 5-Methylcytosine hydroxylation-mediated LINE-1 hypomethylation: a novel
mechanism of proto-oncogenes activation in colorectal cancer? Gut 2014; 63: 538-9.
Brouha B, Schustak J, Badge RM, Lutz-Prigge S, Farley AH, Moran J V, Kazazian HH. Hot
L1s account for the bulk of retrotransposition in the human population. Proc Natl Acad Sci U S
A 2003; 100: 5280-5.
Burns MB, Temiz NA, Harris RS. Evidence for APOBEC3B mutagenesis in multiple human cancers.
Nat Genet 2013; 45: 977-83.
Carreira PE, Richardson SR, Faulkner GJ. L1 retrotransposons, cancer stem cells and oncogenesis.
FEBS J 2014; 281: 63-73.
Casarin A, Martella M, Polli R, Leonardi E, Anesi L, Murgia A. Molecular characterization of large
deletions in the von Hippel-Lindau (VHL) gene by quantitative real-time PCR: the hypothesis of an
alu-mediated mechanism underlying VHL gene rearrangements. Mol Diagnosis Ther 2006; 10: 243-9.
460
[20] Chen J, Gong M, Lu S, Liu F, Xia L, Nie D, Zou F, Shi J, Ju S, Zhao L, Zuo H, Qi J, Shi W. Detection
of serum Alu element hypomethylation for the diagnosis and prognosis of glioma. J Mol Neurosci MN 2013; 50: 368-75.
[21] Chen J, Rattner A, Nathans J. Effects of L1 retrotransposon insertion on transcript processing, localization and accumulation: lessons from the retinal degeneration 7 mouse and implications for the
genomic ecology of L1 elements. Hum Mol Genet 2006; 15: 2146-56.
[22] Chénais B. Transposable elements and human cancer: a causal relationship? Biochim Biophys Acta
2013; 1835: 28-35.
[23] Cordaux R, Batzer MA. The impact of retrotransposons on human genome evolution. Nat Rev Genet
2009; 10: 691-703.
[24] Decerbo J, Carmichael GG. SINEs point to abundant editing in the human genome. Genome Biol 2005;
6: 216.
[25] DEININGER P. Alu elements: know the SINEs. Genome Biol 2011; 12: 236.
[26] Deininger PL, Batzer MA. Alu repeats and human disease. Mol Genet Metab 1999; 67: 183-93.
[27] Dewannieux M, Esnault C, Heidmann T. LINE-mediated retrotransposition of marked Alu sequences.
Nat Genet 2003; 35: 41-8.
[28] Doucet AJ, Hulme AE, Sahinovic E, Kulpa DA, Moldovan JB, Kopera HC, Athanikar JN, Hasnaoui
M, Bucheton A, Moran JV, Gilbert N. Characterization of LINE-1 ribonucleoprotein particles. PLoS
Genet 2010; 6: e1001150.
[29] Ehrlich M. DNA methylation in cancer: too much, but also too little. Oncogene 2002; 21: 5400-13.
[30] Eickbush TH, Jamburuthugoda VK. The diversity of retrotransposons and the properties of their reverse transcriptases. Virus Res 2008; 134: 221-234.
[31] Ekram MB, Kim J. High-throughput targeted repeat element bisulfite sequencing (HT-TREBS): genome-wide DNA methylation analysis of IAP LTR retrotransposon. PLoS ONE 2014; 9: e101683.
[32] El-Sawy M, Kale SP, Dugan C, Nguyen TQ, Belancio V, Bruch H, Roy-Engel AM, Deininger PL.
Nickel stimulates L1 retrotransposition by a post-transcriptional mechanism. J Mol Biol 2005; 354:
246-57.
[33] Faulkner GJ, Kimura Y, Daub CO, Wani S, Plessy C, Schroder K, Cloonan N, Steptoe AL, Lassmann
T, Arakawa T, Takahashi H, Kawai J, Forrest ARR, Carninci P. The regulated retrotransposon transcriptome of mammalian cells. Nat Genet 2009; 41: 563-71.
[34] Franke G, Bausch B, Hoffmann MM, Cybulla M, Wilhelm C, Kohlhase J, Scherer G, Neumann
HPH. Alu-Alu recombination underlies the vast majority of large VHL germline deletions: Molecular
characterization and genotype-phenotype correlations in VHL patients. Hum Mutat 2009; 30: 776-86.
[35] Gadzalski M, Sakowicz T. SINE – rozproszone elementy genomów Eukaryota. Postępy Biol Komórki
2008; 35: 153-167.
[36] Goodier JL. Retrotransposition in tumors and brains. Mob DNA 2014; 5: 11.
[37] Gruz J, Foksiński M, Oliński R. Globalna hipometylacja DNA –znaczenie w procesie kancerogenezy.
Postępy Biochem 2010; 56: 16-21.
[38] Gu Y, Kodama H, Watanabe S, Kikuchi N, Ishitsuka I, Ozawa H, Fujisawa C, Shiga K. The first reported case of Menkes disease caused by an Alu insertion mutation. Brain Dev 2007; 29: 105-8.
[39] Halling KC, Lazzaro CR, Honchel R, Bufill JA, Powell SM, Arndt CA, Lindor NM. Her editary
desmoid disease in a family with a germline Alu I repeat mutation of the APC gene. Hum Hered
1999; 49: 97-102.
[40] Han K, Xing J, Wang H, Hedges DJ, Garber RK, Cordaux R, Batzer MA. Under t he genomic r adar :
the stealth model of Alu amplification. Genome Res 2005; 15: 655-64.
[41] Hancks DC, Goodier JL, Mandal PK, Cheung LE, Kazazian HH. Retrotransposition of marked SVA
elements by human L1s in cultured cells. Hum Mol Genet 2011; 20: 3386-400.
[42] Hancks DC, Kazazian HH. Active human retrotransposons: variation and disease. Curr Opin Genet
Dev 2012; 22: 191-203.
461
[43] Hormozdiari F, Alkan C, Ventura M, Hajirasouliha I, Malig M, Hach F, Yorukoglu D, Dao P, Bakhshi M, Sahinalp SC, Eichler EE. Alu repeat discovery and characterization within human genomes.
Genome Res 2011; 21: 840-9.
[44] Hsieh S-Y, Chen W-Y, Yeh T-S, Sheen I-S, Huang S-F. High-frequency Alu-mediated genomic recombination/deletion within the caspase-activated DNase gene in human hepatoma. Oncogene 2005; 24:
6584-9.
[45] Huang CRL, Schneider AM, Lu Y, Niranjan T, Shen P, Robinson MA, Steranka JP, Valle D, Civin
CI, Wang T, Wheelan SJ, Ji H, Boeke JD, Burns KH. Mobile interspersed repeats are major structural
variants in the human genome. Cell 2010; 141: 1171-82.
[46] Iskow RC, Mccabe MT, Mills RE, Torene S, Pittard WS, Neuwald AF, van Meir EG, Vertino PM,
Devine SE. Natural mutagenesis of human genomes by endogenous retrotransposons. Cell 2010; 141:
1253-61.
[47] Jeffs AR, Benjes SM, Smith TL, Sowerby SJ, Morris CM. The BCR gene recombines preferentially
with Alu elements in complex BCR-ABL translocations of chronic myeloid leukaemia. Hum Mol
Genet 1998; 7: 767-76.
[48] Kaer K, Speek M. Ret r oel ement s in human disease. Gene 2013; 518: 231-41.
[49] Kano H, Godoy I, Courtney C, Vetter MR, Gerton GL, Ostertag EM, Kazazian HH. L1 r et r otransposition occurs mainly in embryogenesis and creates somatic mosaicism. Genes Dev 2009; 23:
1303-12.
[50] van der Klift HM, Tops CM, Hes FJ, Devilee P, Wijnen JT. Insertion of an SVA element, a nonautonomous retrotransposon, in PMS2 intron 7 as a novel cause of Lynch syndrome. Hum Mutat 2012;
33: 1051-5.
[51] de Koning APJ, Gu W, Castoe TA, Batzer MA, Pollock DD. Repetitive elements may comprise over
two-thirds of the human genome. PLoS Genet 2011; 7: e1002384.
[52] Konkel MK, Batzer MA. A mobile threat to genome stability: The impact of non-LTR retrotransposons upon the human genome. Semin Cancer Biol 2010; 20: 211-21.
[53] Kwon H-J, Kim JH, Bae JM, Cho N-Y, Kim T-Y, Kang GH. DNA methylation changes in ex-adenoma
carcinoma of the large intestine. Virchows Arch an Int J Pathol 2010; 457: 433-41.
[54] Lee W-P, Wu J, Marth GT. Toolbox for mobile-element insertion detection on cancer genomes. Cancer
Inform 2014; 13: 45-52.
[55] Levin HL, Moran JV. Dynamic interactions between transposable elements and their hosts. Nat Rev
Genet 2011; 12: 615-27.
[56] Li L, Mcvety S, Younan R, Liang P, Du Sart D, Gordon PH, Hutter P, Hogervorst FBL, Chong
G, Foulkes WD. Distinct patterns of germ-line deletions in MLH1 and MSH2: the implication of Alu
repetitive element in the genetic etiology of Lynch syndrome (HNPCC). Hum Mutat 2006; 27: 388.
[57] Liu C, Zhang X, Huang F, Yang B, Li J, Liu B, Luo H, Zhang P, Zhang H. APOBEC3G inhibits microRNA-mediated repression of translation by interfering with the interaction between Argonaute-2
and MOV10. J Biol Chem 2012; 287: 29373-83.
[58] Martin SL. Nucleic acid chaperone properties of ORF1p from the non-LTR retrotransposon, LINE-1.
RNA Biol 2010; 7: 706-711.
[59] Mätlik K, Redik K, Speek M. L1 antisense promoter drives tissue-specific transcription of human genes. J Biomed Biotechnol 2006; 2006: 71753.
[60] Matsuda Y, Yamashita S, Lee Y-C, Niwa T, Yoshida T, Gyobu K, Igaki H, Kushima R, Lee S, Wu M-S,
Osugi H, Suehiro S, Ushijima T. Hypomethylation of Alu repetitive elements in esophageal mucosa,
and its potential contribution to the epigenetic field for cancerization. Cancer Causes Control CCC
2012; 23: 865-73.
[61] Maxwell PH, Burhans WC, Curcio MJ. Retrotransposition is associated with genome instability
during chronological aging. Proc Natl Acad Sci U S A 2011; 108: 20376-81.
[62] Mazoyer S. Genomic rearrangements in the BRCA1 and BRCA2 genes. Hum Mutat 2005; 25: 415-22.
462
[63] Miki Y, Nishisho I, Horii A, Miyoshi Y, Utsunomiya J, Kinzler KW, Vogelstein B, Nakamura Y.
Disruption of the APC gene by a retrotransposal insertion of L1 sequence in a colon cancer. Cancer
Res 1992; 52: 643-5.
[64] Mitchell RJ, Farrington SM, Dunlop MG, Campbell H. Mismatch repair genes hMLH1 and hMSH2
and colorectal cancer: a HuGE review. Am J Epidemiol 2002; 156: 885-902.
[65] Morse B, Rotherg PG, South VJ, Spandorfer JM, Astrin SM. Insertional mutagenesis of the myc
locus by a LINE-1 sequence in a human breast carcinoma. Nature 1988; 333: 87-90.
[66] Nyström-Lahti M, Kristo P, Nicolaides NC, Chang SY, Aaltonen LA, Moisio AL, Järvinen HJ,
Mecklin JP, Kinzler KW, Vogelstein B. Founding mutations and Alu-mediated recombination in hereditary colon cancer. Nat Med 1995; 1: 1203-6.
[67] O’neil J, Tchinda J, Gutierrez A, Moreau L, Maser RS, Wong K-K, Li W, Mckenna K, Liu XS, Feng
B, Neuberg D, Silverman L, Rothstein R, Depinho RA, Look AT. Alu elements mediate MYB gene
tandem duplication in human T-ALL. J Exp Med 2007; 204: 3059-66.
[68] Obata K, Hiraga H, Nojima T, Yoshida MC, Abe S. Molecular characterization of the genomic breakpoint junction in a t(11;22) translocation in Ewing sarcoma. Genes, Chromosom Cancer 1999; 25:
6-15.
[69] Ogino S, Nosho K, Kirkner GJ, Kawasaki T, Chan AT, Schernhammer ES, Giovannucci EL, Fuchs
CS. A cohort study of tumoral LINE-1 hypomethylation and prognosis in colon cancer. J Natl Cancer
Inst 2008; 100: 1734-8.
[70] Ohms S, Rangasamy D. Silencing of LINE-1 retrotransposons contributes to variation in small noncoding RNA expression in human cancer cells. 2014; 5: 4103-17.
[71] Oliveira C, Senz J, Kaurah P, Pinheiro H, Sanges R, Haegert A, Corso G, Schouten J, Fitzgerald
R, Vogelsang H, Keller G, Jackson CE, Huntsman D. Germline CDH1 deletions in hereditary diffuse
gastric cancer families. Hum Mol Genet 2009; 18: 1545-55.
[72] Onno M, Nakamura T, Hillova J, Hill M. Rearrangement of the human tre oncogene by homologous
recombination between Alu repeats of nucleotide sequences from two different chromosomes. Oncogene 1992; 7: 2519-23.
[73] Park SY, Seo AN, Jung HY, Gwak JM, Jung N, Cho N-Y, Kang GH. Alu and LINE-1 hypomethylation
is associated with HER2 enriched subtype of breast cancer. PLoS ONE 2014; 9: e100429.
[74] Patchsung M, Boonla C, Amnattrakul P, Dissayabutra T, Mutirangura A, Tosukhowong P. Long interspersed nuclear element-1 hypomethylation and oxidative stress: correlation and bladder cancer
diagnostic potential. PLoS ONE 2012; 7: e37009.
[75] Pattamadilok J, Huapai N, Rattanatanyong P, Vasurattana A, Triratanachat S, Mutirangura A.
LINE-1 hypomethylation level as a potential prognostic factor for epithelial ovarian cancer. Int J
Gynecol Cancer Off J Int Gynecol Cancer Soc 18: 711-7.
[76] Pobsook T, Subbalekha K, Sannikorn P, Mutirang A. Improved measurement of LINE-1 sequence
methylation for cancer detection. Clin Chim Acta; Int J Clin Chem 2011; 412: 314-21.
[77] Puttipanyalears C, Subbalekha K, Mutirangura A, Kitkumthorn N. Alu hypomethylation in smoke-exposed epithelia and oral squamous carcinoma. Asian Pacific J Cancer Prev APJCP 2013; 14:
5495-501.
[78] Quinn JP, Bubb VJ. SVA retrotransposons as modulators of gene expression. Mob Genet Elem 2014;
4: e32102.
[79] Raiz J, Damert A, Chira S, Held U, Klawitter S, Hamdorf M, Löwer J, Strätling WH, Löwer R,
Schumann GG. The non-autonomous retrotransposon SVA is trans-mobilized by the human LINE-1
protein machinery. Nucleic Acids Res 2012; 40: 1666-83.
[80] Rodriguez J, Frigola J, Vendrell E, Risques R-A, Fraga MF, Morales C, Moreno V, Esteller M,
Ribas M, Peinado MA. Chromosomal instability correlates with genome-wide DNA demethylation in
human primary colorectal cancers. Cancer Res 2006; 66: 8462-9468.
463
[81] Rowe SM, Coughlan SJ, Mckenna NJ, Garrett E, Kieback DG, Headon DR. Ovarian carcinoma-associated TaqI restriction fragment length polymorphism in intron G of the progesterone receptor gene
is due to an Alu sequence insertion. Cancer Res 1995; 55: 2743-5.
[82] Saito K, Kawakami K, Matsumoto I, Oda M, Watanabe G, Minamoto T. Long interspersed nuclear
element 1 hypomethylation is a marker of poor prognosis in stage IA non-small cell lung cancer. Clin
Cancer Res an Off J Am Assoc Cancer Res 2010; 16: 2418-26.
[83] Schulz WA, Steinhoff C, Florl AR. Methylation of endogenous human retroelements in health and
disease. Curr Top Microbiol Immunol 2006; 310: 211-250.
[84] Sen SK, Han K, Wang J, Lee J, Wang H, Callinan PA, Dyer M, Cordaux R, Liang P, Batzer MA.
Human genomic deletions mediated by recombination between Alu elements. Am J Hum Genet 2006;
79: 41-53.
[85] Sen SK, Huang CT, Han K, Batzer MA. Endonuclease-independent insertion provides an alternative
pathway for L1 retrotransposition in the human genome. Nucleic Acids Res 2007; 35: 3741-51.
[86] Singer T, Mcconnell MJ, Marchetto MCN, Coufal NG, Gage FH. LINE-1 retrotransposons: mediators of somatic variation in neuronal genomes? Trends Neurosci 2010; 33: 345-54.
[87] Solyom S, Ewing AD, Rahrmann EP, Doucet T, Nelson HH, Burns MB, Harris RS, Sigmon DF,
Casella A, Shukla R, Faulkner GJ, Largaespada DA, Kazazian HH. Extensive somatic L1 retrotransposition in colorectal tumors. Genome Res 2012; 22: 2328-38.
[88] Solyom S, Kazazian HH. Mobile elements in the human genome: implications for disease. Genome
Med 2012; 4: 12.
[89] Srikanta D, Sen SK, Huang CT, Conlin EM, Rhodes RM, Batzer MA. An alternative pathway for Alu
retrotransposition suggests a role in DNA double-strand break repair. Genomics 2009; 93: 205-12.
[90] Sunami E, de Maat M, Vu A, Turner RR, Hoon DSB. LINE-1 hypomethylation during primary colon
cancer progression. PLoS ONE 2011; 6: e18884.
[91] Tabatabaei SM, Heyworth JS, Knuiman MW, Fritschi L. Dietary benzo[a]pyrene intake from meat
and the risk of colorectal cancer. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev a Publ Am Assoc Cancer Res
Cosponsored by Am Soc Prev Oncol 2010; 19: 3182-4.
[92] Takasu M, Hayashi R, Maruya E, Ota M, Imura K, Kougo K, Kobayashi C, Saji H, Ishikawa Y,
Asai T, Tokunaga K. Deletion of entire HLA-A gene accompanied by an insertion of a retrotransposon.
Tissue Antigens 2007; 70: 144-50.
[93] Tanaka A, Nakatani Y, Hamada N, Jinno-Oue A, Shimizu N, Wada S, Funayama T, Mori T, Islam
S, Hoque SA, Hoshino H. Ionising irradiation alters the dynamics of human long interspersed nuclear
elements 1 (LINE1) retrotransposon. Mutagenesis 2012; 27: 599-607.
[94] Teugels E, de Brakeleer S, Goelen G, Lissens W, Sermijn E, de Grève J. De novo Alu element insertions targeted to a sequence common to the BRCA1 and BRCA2 genes. Hum Mutat 2005; 26: 284.
[95] Ule J. Al u el ement s: at t he cr ossr oads bet ween disease and evol ut ion. Biochem Soc Trans 2013;
41: 1532-5.
[96] Wallace MR, Andersen LB, Saulino AM, Gregory PE, Glover TW, Collins FS. A de novo Al u
insertion results in neurofibromatosis type 1. Nature 1991; 353: 864-6.
[97] Warnefors M, Pereira V, Eyre-Walker A. Transposable elements: insertion pattern and impact on
gene expression evolution in hominids. Mol Biol Evol 2010; 27: 1955-62.
[98] Watson RE, Curtin GM, Doolittle DJ, Goodman JI. Progressive alterations in global and GC-rich
DNA methylation during tumorigenesis. Toxicol Sci 2003; 75: 289-299.
[99] Weiner Am. SINEs and LINEs: the art of biting the hand that feeds you. Curr Opin Cell Biol 2002; 14:
343-50.
[100] Wijnen J, van der Klift H, Vasen H, Khan PM, Menko F, Tops C, Meijers Heijboer H, Lindhout D,
Møller P, Fodde R. MSH2 genomic deletions are a frequent cause of HNPCC. Nat Genet 1998; 20:
326-8.
464
[101] Wilhelm CS, Kelsey KT, Butler R, Plaza S, Gagne L, Zens MS, Andrew AS, Morris S, Nelson HH,
Karagas MR, Marsit CJ. Implications of LINE1 methylation for bladder cancer risk in women. Clin
Cancer Res an Off J Am Assoc Cancer Res 2010; 16: 1682-9.
[102] Wimmer K, Callens T, Wernstedt A, Messiaen L. The NF1 gene contains hotspots for L1 endonuclease-dependent de novo insertion. PLoS Genet 2011; 7: e1002371.
[103] Wongpaiboonwattana W, Tosukhowong P, Dissayabutra T, Mutirang A, Boonla C. Oxidative stress
induces hypomethylation of LINE-1 and hypermethylation of the RUNX3 promoter in a bladder cancer cell line. Asian Pacific J Cancer Prev APJCP 2013; 14: 3773-8.
[104] Xie H, Wang M, Bonaldo M de F, Smith C, Rajaram V, Goldman S, Tomita T, Soares MB. High-throughput sequence-based epigenomic analysis of Alu repeats in human cerebellum. Nucleic Acids
Res 2009; 37: 4331-40.
[105] Yap KP-L, Ang P, Lim IH-K, Ho GH, Lee AS-G. Detection of a novel Alu-mediated BRCA1 exon 13
duplication in Chinese breast cancer patients and implications for genetic testing. Clin Genet 2006;
70: 80-2.
Redaktor prowadzący – Barbara Płytycz
Otrzymano: 03.03.2015
Przyjęto: 21.03.2015
Tomasz Sakowicz,
Smetany 7 m. 32
92-503 Łódź
tel.: 42 6354428
e-mail: [email protected]

retrotranspozony a podatność na choroby nowotworowe

Transkrypt

Podobne dokumenty

geodyna 4500-2.cdr

Uni-Mata Alu

Cena 79,00 zł

Wkładki do butów obuwia KAPS z wełny termo Super Active - a